Hrvatski Fokus
Znanost

Parazitski razvojni oblici otkriveni su u 244 (81,33 posto) od 300 (100 posto) ispitanih farmi insekata

Parazitološka procjena jestivih insekata i njihova uloga u prijenosu parazitskih bolesti na ljude i životinje

 

Godine 2019. objavljen je znanstveni članak Remigiusza Gałęckija i Rajmunda Sokóła, uz urednika Pedra L. Oliveiru, pod naslovom Parazitološka procjena jestivih insekata i njihova uloga u prijenosu parazitskih bolesti na ljude i životinje (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6613697/). U tom znanstvenom članku saznajemo kako je od 1. siječnja 2018. stupila na snagu Uredba (EU) 2015/2238 Europskog parlamenta i Europskoga vijeća od 25. studenoga 2015., kojom se uvodi koncept “nove hrane”, uključujući kukce i njihove dijelove. Jedna od najčešće korištenih vrsta insekata su: crvi (Tenebrio molitor), kućni cvrčci (Acheta domesticus), žohari (Blattodea) i migratorni skakavci (Locusta migrans).

Prevalencija

Parazitski razvojni oblici otkriveni su u 244 (81,33 %) od 300 (100 %) ispitanih farmi insekata. U 206 (68,67 %) slučajeva identificirani paraziti bili su patogeni samo za insekte; u 106 (35,33 %) slučajeva paraziti su potencijalno paraziti za životinje; a u 91 (30,33%) slučajeva paraziti su potencijalno patogeni za ljude. Spore nosme otkrivene su na 27 (36,00 %) farmi kriketa i 35 (46,67 %) farmi skakavaca. Prisutnost Cryptosporidium spp. zabilježena je u 12 (16 %) farmi crva, 5 (6,67 %) farmi kriketa, 13 (17,33 %) farmi žohara i 4 (5,33 %) farmi skakavaca. Četrdeset i četiri (58,67 %) farme crva, 30 (40,00 %) farmi kriketa, 57 (76 %) farme žohara i 51 (68,00 %) farme skakavaca zaražene su Gregarine spp., uključujući Steganorhynchus dunwodyiiHoplorhynchus acanthatholiusBlabericola haasiGregarina blattarumG. niphadronesGregarina cuneata i Gregarina polymorpha. otkriveni su u 7 (9,33 %) farmi crva, 4 (5,33 %) farmi kriketa, 9 (12,00 %) farmi žohara i 8 (10,67 %) farmi skakavaca. Jedanaest (14,67 %) farmi crva, 13 (17,33 %) farmi žohara i 9 (12,00 %) farmi skakavaca zaraženo je balantidium spp., uključujući B. coli i B. blattarum. Prisutnost Entamoeba spp., uključujući E. coliE. disparE. hartmanii i E. histolytica, utvrđena je u 9 (12 %) farmi crva, 14 (18,67 %) farmi žohara i 4 (5,33 %) farmi skakavaca. Sedamnaest (22,67%) farmi žohara kolonizirao je Nyctotherus spp., uključujući N. ovalis i N. periplanetae. Cisticerkoidi trakavice, uključujući Hymenolepis nanaH. diminuta i Raillietina spp., otkriveni su u 9 (12 %) farmi crva, 3 (4 %) farmi kriketa, 4 (5,33 %) farmi žohara i 3 (4,00 %) farmi skakavaca. Nematode reda Gordiidea kolonizirale su 6 (8,00 %) farmi kriketa i skakavaca. Hammerschmidtiella diesigni otkrivena je u 35 (46,67 %) farmi žohara. identificiran je na 22 (29,33 %) farmi kriketa i Pharyngodon spp.— u 14 (18,67 %) farmi skakavaca. Prisutnost Physaloptera spp. uočena je u 4 (5,4 %) farmi crva, 2 (2,67 %) farmi kriketa, 9 (12,00 %) farmi žohara i 7 (9,33 %) farmi skakavaca. Pet (6,67 %) farmi crva i 7 (9,33 %) farmi žohara zaraženo je Spiruroideom. otkriven je na 10 (13,33 %) farmi kriketa i skakavaca. identificiran je u 58 (77,33 %) farmi žohara. Acanthocephala je primijećena u 2 (2,67 %) farmi crva i 3 (4,00 %) farmi žohara. Dvije (2,67 %) farme žohara bile su zaražene Pentastomidom. Prisutnost Acaridae, uključujući grinje kućne prašine, primijećena je u 35 (46,67 %) farmi crva, 15 (20,00 %) farmi žohara i 7 (9,33 %) farmi skakavaca. U skupini uzoraka prikupljenih s farmi crvaCryptosporidium spp. zabilježeni su u 37 (12,33 %) uzoraka, Gregarine spp. otkriveni su u 99 (33,00 %) uzoraka, Isospora spp.—u 12 (4 %) uzoraka, Entamoeba spp.—u 12 (4,00 %) uzoraka, Balantidium spp.— u 14 (4,67 %) uzoraka, cisticerkoida – u 18 (6,00 %) uzoraka, Pharyngodon spp. (5,00 %) uzoraka, Spiruroidea – u 6 (2,00 %) uzoraka, Acanthocephala spp.— u 2 (0,67 %) i Acaridae u 80 (26,67 %) uzoraka. U skupini uzoraka prikupljenih s farmi kriketa, Nosema spp. identificirani su u 74 (24,67 %) uzoraka, Cryptosporidium spp.—u 5 (1,67 %) uzoraka Isospora spp.— u 8 (2,67 %) uzoraka, Gregarine spp.— u 72 (24,00%) uzoraka, cisticerkoidi – u 4 (1,33 %) uzoraka, Physaloptera spp.— u 4 (1,33 %) uzoraka, Steinernema spp.— u 11 (3,67 %) uzoraka i nematode reda Gordiidea – u 19 (6,33 %) uzoraka. U skupini uzoraka dobivenih s farmi žohara, prisutnost Cryptosporidium spp. utvrđena je u 89 (11,87 %) uzoraka, Gregarine spp.— u 236 (31,47 %) uzoraka, Isospora spp.—u 16 (2,13 %) uzoraka, Nyctotherus spp.—u 57 (7,60 %) uzoraka, Entamoeba spp.—u 34 (4,53 %) uzoraka, Balantidium spp.—u 35 (4,67 %) uzoraka, cisticerkoida – u 4 (0,53 %) Physaloptera spp.— u 23 (3,07 %) uzoraka, Spiruroidea – u 14 (1,87 %) uzoraka, Thelastoma spp.— u 270 (36,00 %) uzoraka, H. diesigni – u 143 (19,07 %) uzoraka, Acanthocephala spp.—u 5 (0,67 %) uzoraka, Pentastomida spp.— u 5 (0,67 %) uzoraka i Acaridae – u 29 (3,87 %) uzoraka. Sljedeći paraziti identificirani su na farmama skakavaca: Nosema spp.—u 125 (16,67 %) uzoraka, Cryptosporidium spp.—u 13 (1,73 %) uzoraka, Gregarine spp.—u 180 (24,00 %) uzoraka, Isospora spp.— u 15 (2,00 %) uzoraka, Entamoeba spp. spp.— u 31 (4,13 %) uzoraka, nematode narudžbe Gordiidea – u 7 (0,93 %) uzoraka i Acaridae – u 31 (4,13 %) uzoraka. Detaljni rezultati parazitološkog pregleda su stavljeni u Tablica 1..

Tablica 1.

Vrsta / Vrste i razvojni oblici parazita koji se nalaze u ispitivanim insektima u ispitivanim kolektivnim / pojedinačnim uzorcima ovisno o mjestu otkrivanja.

Parazit (razvojni oblici) Buba crva Kućni kriket Madagaskarski siktajući žohar Migracijski skakavac
g.t. r.b. g.t. r.b. g.t. r.b. g.t. r.b.
(spore) 74 125
(oociste) 31 10 5 2 57 35 13 4
Gregarine spp. (oociste, sporozoites) 99 72 236 180
Isospora spp. (oocistes) 3 12 1 8 6 16 1 15
(ameba, ciste) 1 14 29 8 5 14
(ameba, ciste) 3 11 30 7 1 9
(ameba, ciste) 57 2
Cestoda (jaja, cisticerkoidi) 8 22 4 3 4 2 15
Gordiidae spp (ciste, maloljetnici) 19 16
H. diesigni(oblici za odrasle, jaja) 143
(L3 ličinke) 13 22
(L3 ličinke) 19 4 42 17
Spiruroidea (L3 ličinke) 8 14
Thelastomatidae (odrasli oblici, jaja) 47 31
(oblici za odrasle) (oblici za odrasle) 11 17
(odrasli oblici, jaja) 270
(cystacanththths) 2 5
Pentastomida (nimfe) 5
Acaridae (jaja, nimfe, oblici odraslih) 4 80 2 29 1 31

g.t.—gastrointestinalni trakt; r.b.—ostatak tijela

Vjerojatnost pojave parazita

Rizik od infekcija Cestodom, Acanthocephalom i Acaridae bio je znatno veći kod insekata uvezenih iz Afrike i Azije nego kod insekata kupljenih od europskih dobavljača. Farme čiji je fond dopunjen insektima s drugih farmi češće su kolonizirane Nosema spp., Isospora spp., Cryptosporidium spp., Entamoeba spp., Cestoda, Pharyngodon spp., Gordius spp., Physaloptera spp., Thelastoma spp. Rizik od infekcije Cryprosporidium spp., Gregarine spp, Balantidium spp, Entamoeba spp., Steinernema spp., Gordiidea, H. diesigni i Acaridae bio je veći kod insekata hranjenih kuhinjskim odbačenim ulovom i lokalno prikupljenim izvorima hrane od insekata hranjenih samo svježim proizvodima ili specijaliziranom hranom za životinje. Insekti koji su došli u izravan ili neizravan kontakt sa životinjama bili su izloženi većem riziku od izloženosti Isospora spp., Cryptosporidium spp., Cestoda, Pharyngodon spp., Physaloptera spp., Thelastoma spp. Statistički značajni rezultati logističke regresije stavljeni su u Tablica 2..

Tablica 2.

Logistički regresijski model, koji pokazuje statistički značajne odnose između vrste parazita i podrijetla insekata, sustava rotacije zaliha insekata, vrste hranjenja i kontakta sa životinjama.

Nosema spp. rotacijom <0.000001 2.28 0.18 33.99 <0.000001 2.90 2.03-4.14
Isospora spp. rotacijom 0.000043 28.88 0.31 10.45 0.0012 2.74 1.49-5.06
životinje 12.03 0.32 3.95 0.047 1.87 1.01-3.48
Cryprosporidium spp. rotacijom 0.00001 14.54 0.22 15.53 0.00002 5.11 1.03-14.65
Hranidba 17.76 0.19 19.22 0.0013 10.21 0.81-6.45
životinje 4.03 0.34 7.81 0.001 3.62 1.95-12.83
Gregarine Spp. Hranidba 0.000001 11.85 0.11 21.40 0.000004 1.65 1.33-2.04
Nyctotherus spp. životinje 0.020 49.02 0.29 8.29 0.004 0.44 0.25-0.77
Balantidium spp. Hranidba 0.000001 6.43 0.32 15.63 0.000072 3.52 1.69-6.57
Entamoeba spp. rotacijom 0.000022 4.50 0.54 5.78 0.016 0.27 0.095-0.79
Hranidba 3.58 0.34 11.03 0.000098 3.13 1.60-6.13
Cestoda podrijetlo 0.000064 11.66 1.06 4.71 0.03 10.07 1.25-81.05
rotacijom 8.38 4.46 4.59 0.035 2.92 1.08-7.92
životinje 2.48 1.50 6.46 0.011 18.54 1.95-177.14
Pharyngodon spp. rotacijom 0.000001 8.24 0.63 4.25 0.040 0.27 0.078-0.93
životinje 11.21 0.73 14.10 0.00017 15.73 3.73-66.31
Steinernema spp. Hranidba 0.047 15.26 0.28 5.46 0.019 1.94 1.11-3.39
Gordiidae rotacijom 0.000001 1.44 0.41 5.87 0.02 2.69 1.21-5.97
Hranidba 4.89 1.03 18.67 0.000016 87.54 11.51-665.54
Physaloptera spp. rotacijom 0.000001 12.28 0.36 8.62 0.0033 0.35 0.17-0.70
životinje 7.45 0.29 28.18 <0.000001 4.75 2.67-8.45
Thelastoma spp. rotacijom 0.00087 33.09 0.19 4.61 0.031 1.51 1.04- 2.21
životinje 9.44 0.16 4.89 0.0002 1.26 1.26-2.43
Hammerschmidtiella diesigni rotacijom <0.000001 11.15 0.22 14.09 0.00017 2.32 1.49-3.59
Hranidba 7.64 0.22 12.41 0.00042 2.18 1.41-3.73
životinje 5.82 0.20 7.47 0.0062 1.75 1.17-2.61
Acanthocephala podrijetlo 0.00001 14.23 0.55 5.11 0.02 9.11 1.67-73.01
Acaridae podrijetlo 0.000001 5.89 0.20 13.72 0.00021 2.08 1.41-3.06
Hranidba 7.43 0.20 11.52 0.00069 1.99 1.34-2.96

X2—Chi-kvadratni test; W–Wald statistika; 95% CI – 95% interval pouzdanosti; Podrijetlo: 0 – primjerci u uzgoju došli su iz Europe, 1-uzgojna jedinka uvezena iz Azije ili Afrike; Rotacija: 0 – pojedinci s farmi sa zatvorenom rotacijom životinja, 1 – pojedinci s farmi s otvorenom rotacijom životinja; Hranjenje: 0 -insekti hranjeni svježim proizvodima ili hranom, 1 – insekti hranjeni otpadom; Životinje: 0 – bez kontakta sa životinjama, 1 – kontakt sa životinjama. H.diesigniHammerschmidtiella diesigni.

Kovanička sredstva

Uočene su značajne korelacije između prisutnosti Nosema spp. i Isospora spp. (V = 0,75), Gregarine spp. (Q = −0,27) Steinernema spp. (Q = 0,42) i Gordiidae spp (Q = 0,45). Prisutnost Isospora spp. također je značajno korelirana s Gregarine spp. (Q = -0.22), cestoda (Q = 0.63), Gordiidae spp. (Q = 0.73) Thelastoma spp. (Q = 0.96). Pojava Nyctotherus spp. bila je u korelaciji sa Spiruroideom (Q = 0,55), Thelastoma spp. (Q = 0,52) i H. diesigni (Q = 0,18). Korelacije su uočene između Gregarine spp. i Hymenolepis diminuta (Q = 0,48), Pharyngodon spp. (Q = 0,30), Steinernema spp. (Q = 0,33), Physaloptera spp. (Q = 0,44), Thelastoma spp. (Q = 0,51), H. diesigni (Q = 0,31) i Acanthocephala (Q = 0,44). Prisutnost Cryptosporidium spp. bila je značajno povezana s Balantidium spp. (Q = 0.21), Entamoeba spp. (Q = 0.33), Nyctotherus spp. (Q = −0.41), H. diesigni (Q = 0.49) i Acaridae (Q = 0.17).

Referencije:

  1. Hanboonsong Y, Jamjanya T Durst PB. Six-legged livestock: edible insect farming, collection and marketing in Thailand. Food and Agriculture Organization of the United Nations Regional Office for Asia and the Pacific Bangkok; 2013. [Google Scholar]
  2. Sánchez-Muros MJ, Barroso FG, Manzano-Agugliaro F. Insect meal as renewable source of food for animal feeding: a review. LJ Clean Prod. 2014;65:16–27. 10.1016/j.jclepro.2013.11.068 [CrossRef] [Google Scholar]
  3. Belluco S, Losasso C, Maggioletti M, Alonzi CC, Paoletti MG, Ricci A. Edible insects in a food safety and nutritional perspective: a critical review. Compr Rev Food Sci Food Saf. 2013;12:296–313. 10.1111/1541-4337.12014 [CrossRef] [Google Scholar]
  4. Van Huis A, Van Itterbeeck J, Klunder H, Mertens E, Halloran A, Muir G, Vantomme P. Edible insects: future prospects for food and feed security (No. 171). Food and Agriculture Organization of the United Nations; 2013. [Google Scholar]
  5. Ghaly AE, Alkoaik FN. The yellow mealworm as a novel source of protein. J Agric Biol Sci. 2009;4:319–331 10.3844/ajabssp.2009.319.331 [CrossRef] [Google Scholar]
  6. Feng Y, Chen XM, Zhao M, He Z, Sun L, Wang CY, Ding WF. Edible insects in China: Utilization and prospects. Insect Sci. 2018;25:184–198. 10.1111/1744-7917.12449 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  7. Anonymous. About HaoCheng Mealworms Inc. 2013 [cited 22 June 2018]. In: HaoCheng Mealworms Inc. website [Internet]. Available from: http://www.hcmealworm.com
  8. Siemianowska E, Kosewska A, Aljewicz M, Skibniewska KA, Polak-Juszczak L, Jarocki A, Jedras M. Larvae of mealworm (Tenebrio molitorL.) as European novel food. Agric Sci. 2013;4:287. [Google Scholar]
  9. Bakula T., Obremski K. Galecki R. Tenebrionidae can eat polystyrene INSECTA 2016 International Symposium on Insects as Feed, Food and Non-Food; 2016.®
  10. Sheiman IM, Shkutin MF, Terenina NB, Gustafsson MK. A behavioral study of the beetle Tenebrio molitorinfected with cysticercoids of the rat tapeworm Hymenolepis diminuta. Naturwissenschaften. 2006;93:305–308. 10.1007/s00114-006-0103-4 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  11. Dhakal S, Meyling NV, Williams AR, Mueller-Harvey I, Fryganas C, Kapel CM. Fredensborg BL. Efficacy of condensed tannins against larval Hymenolepis diminuta(Cestoda) in vitro and in the intermediate host Tenebrio molitor (Coleoptera) in vivo. Vet Parasitol. 2015;207:49–55. 10.1016/j.vetpar.2014.11.006 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  12. Xie W, Racz GR., Terry BS, Gardner SL. A method for measuring the attachment strength of the cestode Hymenolepis diminutato the rat intestine. J Helminthol. 2016;91:1–5. [PubMed] [Google Scholar]
  13. DeFoliart GR, Finke MD, Sunde ML. Potential value of the Mormon cricket (Orthoptera: Tettigoniidae) harvested as a high-protein feed for poultry. J Econ Entomol. 1982;75:848–852. 10.1093/jee/75.5.848 [CrossRef] [Google Scholar]
  14. Zhong A. Product Development Considerations for a Nutrient Rich Bar Using Cricket (Acheta domesticus) Protein. California State University, Long Beach; 2017.
  15. Bodenheimer FS. Insects as human food. Springer; Netherlands; 1951. [Google Scholar]
  16. King FS, Burgess A., Quinn VJ, Osei AK. Nutrition for developing countries. Oxford University Press; 2015. [Google Scholar]
  17. Shi WP, Wang YY, Lv F, Guo C, Cheng X. Persistence of Paranosema (Nosema) locustae(Microsporidia: Nosematidae) among grasshopper (Orthoptera: Acrididae) populations in the Inner Mongolia Rangeland, China. BioControl. 2009;54:77–84. 10.1007/s10526-008-9153-1 [CrossRef] [Google Scholar]
  18. Fries I, Chauzat MP, Chen YP, Doublet V, Genersch E, Gisder S, Paxton RJ. Standard methods for Nosema research. J. Apic. Res. 2013; 52: 1–28. 10.3896/IBRA.1.52.4.19 [CrossRef] [Google Scholar]
  19. Fayer R, Morgan U, Upton SJ. Epidemiology of Cryptosporidium: transmission, detection and identification. Int J Parasitol. 2000;30:1305–1322. 10.1016/S0020-7519(00)00135-1 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  20. Rueckert S, Simdyanov TG, Aleoshin VV, Leander BS. Identification of a divergent environmental DNA sequence clade using the phylogeny of gregarine parasites (Apicomplexa) from crustacean hosts. PLoS One2011;6:e18163 10.1371/journal.pone.0018163 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  21. Bowman DD. Georgis’ parasitology for veterinarians. Elsevier Health Sciences; 2014. [Google Scholar]
  22. Kudo RR. Studies on Nyctotherus ovalisLeidy with special reference to its nuclear structure. Arch Protistenk. 1936;87:10–42. [Google Scholar]
  23. Voge MARIETTA. Studies in cysticercoid histology. I. Observations on the fully developed cysticercoid of Hymenolepis diminuta(Cestoda: Cyclophyllidea). In Proc Helminthol Soc Wash. 1960;27:32–36. [Google Scholar]
  24. Schmidt-Rhaesa A, Hanelt B, Reeves WK. Redescription and compilation of Nearctic freshwater Nematomorpha (Gordiida), with the description of two new species. Proc Acad Nat Sci Phila. 2003;153:77–117. 10.1635/0097-3157(2003)153[0077:RACONF]2.0.CO;2 [CrossRef] [Google Scholar]
  25. http://www.nematomorpha-.net/Images.html
  26. Chitwood BG. A synopsis of the nematodes parasitic in insects of the family Blattidae. Parasit Res. 1932;5:14–50. [Google Scholar]
  27. Bouamer S, Serge M. Description of Tachygonetria combesi n. sp. and redescriptions of four species of Tachygonetria Wedl, 1862 (Nematoda: Pharyngodonidae), with a new diagnosis of the genus. Syst Parasitol. 2002;53:121–139. 10.1023/A:1020443905905 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  28. Basir MA. On a Physaloptera larva from an insect. Can J Res. 1948;26:197–200. 10.1139/cjr48d-015 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  29. Anantaraman M, Jayalakshmi N. On the life-history of Spirocerca lupi(Rudolphi, 1809), a nematode of dogs in India. Proc Natl Acad Sci India Sect B Boil Sci. 1963;58:137–147. [Google Scholar]
  30. Gottlieb Y, Markovics A, Klement E, Naor S, Samish M, Aroch I, Lavy E. Characterization of Onthophagus sellatusas the major intermediate host of the dog esophageal worm Spirocerca lupi in Israel. Vet Parasitol. 2011;180:378–382. 10.1016/j.vetpar.2011.03.008 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  31. Nguyen KB, Smart GC Jr. Morphometrics of infective juveniles of Steinernemaspp. and Heterorhabditis bacteriophora (Nemata: Rhabditida). J Nematol. 1995; 27: 206 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  32. Basir MA. Nematodes parasitic in Indian-Cockroaches. Proc Natl Acad Sci India Sect B Biol Sci. 1940;12:8–16 [Google Scholar]
  33. Ravindranath MH, Anantaraman S. The cystacanth of Moniliformis moniliformis(Bremser, 1811) and its relationship with the haemocytes of the intermediate host (Periplaneta americana). Z Parasitenkd. 1977;53:225–237. 10.1007/BF00380467 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  34. McDonald ME. Key to Acanthocephala reported in waterfowl. Fish and Wildlife Service Madison Wi National Wildlife Health Research Center; 1988. [Google Scholar]
  35. Christoffersen ML, De Assis JE. A systematic monograph of the Recent Pentastomida, with a compilation of their host Cephalobaena Heymons, 1922. Zool Meded. 2013;87:1–145. [Google Scholar]
  36. Colloff MJ. Taxonomy and identification of dust mites. Allergy. 1998;53:7–12. 10.1111/j.1398-9995.1998.tb04989.x [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  37. Carter GR, Cole JR Jr. Diagnostic procedure in veterinary bacteriology and mycology. Academic Press; 2012. [Google Scholar]
  38. Zuk M. The effects of gregarine parasites on longevity, weight loss, fecundity and developmental time in the field crickets Gryllus veletisand G. pennsylvanicusEcol Entomol. 1987;12:349–354. 10.1111/j.1365-2311.1987.tb01014.x [CrossRef] [Google Scholar]
  39. Lopes RB, Alves SB. Effect of Gregarinasp. parasitism on the susceptibility of Blattella germanica to some control agents. J Invertebr Pathol. 2005;88:261–264. 10.1016/j.jip.2005.01.010 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  40. Van der Geest LPS, Elliot SL, Breeuwer J, Beerling EAM. Diseases of mites. Exp Appl Acarol. 2000;24:497–560. 10.1023/A:1026518418163 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  41. Johny S, Merisko A, Whitman DW. Efficacy of eleven antimicrobials against a gregarine parasite (Apicomplexa: Protozoa). Ann Clin Microbiol Antimicrob. 2007;6:15 10.1186/1476-0711-6-15 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  42. Pong WW, Xu Y., Kunkel JG. Do Gregarines Participate in Childhood Asthma? 2000 [cited 20 June 2018]. In: University of Massachusetts Amherst website [Internet]. Massachusett. Available from: http://www.bio.umass.edu/biology/kunkel/gregarine/pong/poster.html
  43. Park M, Boys EL, Yan M, Bryant K, Cameron B, Desai A, Thomas PS, Tedia NT. Hypersensitivity Pneumonitis Caused by House Cricket, Acheta domesticusJ Clin Cell Immunol. 2014;5:248 10.4172/2155-9899.1000248 [CrossRef] [Google Scholar]
  44. Palmer L. Edible Insects as a Source of Food Allergens. Dissertations, Theses, & Student Research in Food Science and Technology; 2016.
  45. Henry JE. Experimental application of Nosema locustaefor control of grasshoppers. J Invertebr Pathol. 1971;18:389–394. 10.1016/0022-2011(71)90043-7 [CrossRef] [Google Scholar]
  46. Ewen AB, Mukerji MK. Evaluation of Nosema locustae(Microsporida) as a control agent of grasshopper populations in Saskatchewan. J Invertebr Pathol. 1980;35:295–303. 10.1016/0022-2011(80)90165-2 [CrossRef] [Google Scholar]
  47. Lockwood JA, Bomar CR, Ewen AB. The history of biological control with Nosema locustae: lessons for locust management. Int J Trop Insect Sci. 1999;19:333–350. 10.1017/S1742758400018968 [CrossRef] [Google Scholar]
  48. Lange CE, De Wysiecki ML. The Fate of Nosema locustae(Microsporida: Nosematidae) in Argentine Grasshoppers (Orthoptera: Acrididae). Biol Control, 1996;7:24–29. 10.1006/bcon.1996.0059 [CrossRef] [Google Scholar]
  49. Johnson DL, Pavlikova E. Reduction of consumption by grasshoppers (Orthoptera: Acrididae) infected with Nosema locustaeCanning (Microsporida: Nosematidae). J Invertebr Pathol. 1986;48:232–238. 10.1016/0022-2011(86)90128-X [CrossRef] [Google Scholar]
  50. Kudo RR. Protozoology, 4th edn Springfield Thomas III; 1954. [Google Scholar]
  51. Zuk M. The effects of gregarine parasites, body size, and time of day on spermatophore production and sexual selection in field crickets. Behav Ecol Sociobiol. 1987;21:65–72. 10.1007/BF00324437 [CrossRef] [Google Scholar]
  52. Marden JH, Cobb JR. Territorial and mating success of dragonflies that vary in muscle power output and presence of gregarine gut parasites. Anim. Behav. 2004; 68: 857–865. 10.1016/j.anbehav.2003.09.019 [CrossRef] [Google Scholar]
  53. Gijzen HJ, van der Drift C, Barugahare M, op den Camp HJ. Effect of host diet and hindgut microbial composition on cellulolytic activity in the hindgut of the American cockroach, Periplaneta americanaJ. Appl. Environ. Microbiol. 1994;60:1822–1826. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  54. Satbige AS, Kasaralikar VR, Halmandge SC, Rajendran C. Nyctotherussp. infection in pet turtle: a case report. J. Parasit. Dis. 2016;42:590–592. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  55. Sayad WY, Johnson VM, Faust EC. Human parasitization with Gordius robustusJAMA. 1936;106:461–462. 10.1001/jama.1936.92770060001010 [CrossRef] [Google Scholar]
  56. Bolek MG. Records of horsehair worms Paragordius variusChordodes morganiand Gordius robustus (Nematomorpha) from Indiana. J Freshwater Ecol. 2000;15:421–423. 10.1080/02705060.2000.9663760 [CrossRef] [Google Scholar]
  57. Hong EJ, Sim C, Chae JS., Kim HC, Park J, Choi KS, Yu DH, Yoo JG, Park BK. A Horsehair Worm, Gordiussp.(Nematomorpha: Gordiida), Passed in a Canine Feces. Korean J Parasitol. 2015;53:719–724. 10.3347/kjp.2015.53.6.719 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  58. Taylor RL. Tissue damage induced by an oxyuroid nematode, Leidynemasp., in the hindgut of the Madeira cockroach, Leucophaea maderae. J Invertebr Pathol. 1968;11:214–218. 10.1016/0022-2011(68)90151-1 [CrossRef] [Google Scholar]
  59. Capinera JL. Encyclopedia of entomology. Springer Science & Business Media; 2008. [Google Scholar]
  60. McCallister GL. The effect of Thelastoma bulhoesiand Hammerschmidtiella diesingi (Nematoda: Oxyurata) on host size and physiology in Periplaneta americana (Arthropoda: Blattidae). Proc Helminthol Soc Wash. 1988;55:12–14. [Google Scholar]
  61. Cranshaw WS, Zimmerman R. Insect Parasitic Nematodes. Colorado State University Extension; 2005. [Google Scholar]
  62. Panciera RJ, Thomassen RW Garner FM. Cryptosporidial infection in a calf. Vet Pathol. 1971;8:479–484. 10.1177/0300985871008005-00610 [CrossRef] [Google Scholar]
  63. Galecki R, Sokol R. Cryptosporidium canisand C. felis as a potential risk to humans. Pol J Natur. Sc. 2015;30:203–212. [Google Scholar]
  64. Galecki R, Sokol R. Treatment of cryptosporidiosis in captive green iguanas (Iguana iguana). Vet Parasitol. 2018;252:17–21. 10.1016/j.vetpar.2018.01.018 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  65. Graczyk TK, Cranfield MR, Fayer R, Bixler H. House flies (Musca domestica) as transport hosts of Cryptosporidium parvumAm J Trop Med Hyg. 1999;61:500–504. 10.4269/ajtmh.1999.61.500 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  66. Graczyk TK, Grimes BH, Knight R, Szostakowska B, Kruminis-Lozowska W, Racewicz M, Tamang L, Dasilva AJ, Myjak P. Mechanical transmission of Cryptosporidium parvumoocysts by flies. Wiad Parazytol. 2004;50:243–247. [PubMed] [Google Scholar]
  67. Conn DB, Neslund S, Niemeyer R, Tamang L, Graczyk TK. Dung beetles (Insecta: Coleoptera) as disseminators of viable Cryptosporidium parvumin a multispecies agricultural complex. Abstr. 10th Int. Wkshps Opportun Protists, Boston, MA; 2008.
  68. Chamavit P, Sahaisook P, Niamnuy N. The majority of cockroaches from the Samutprakarn province of Thailand are carriers of parasitic organisms. EXCLI J. 2011;10:218–222. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  69. Graczyk TK, Knight R, Gilman RH. Cranfield MR. The role of non-biting flies in the epidemiology of human infectious diseases. Microbes Infect. 2001;3:231–235. 10.1016/S1286-4579(01)01371-5 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  70. Tatfeng YM, Usuanlele MU, Orukpe A, Digban AK, Okodua M, Oviasogie F, Turay AA. Mechanical transmission of pathogenic organisms: the role of cockroaches. J Vect Borne Dis. 2005;42:129–134. [PubMed] [Google Scholar]
  71. Golemansky VG, Lipa J, Pilarska DK, Todorov MT. Unicellular parasites (Protozoa: Eugregarinida, Microsporida & Trychostomatida) of the orthopterous insects (Insecta: Orthoptera) in Bulgaria. Acta Zool Bulg. 1998;50:123–135. [Google Scholar]
  72. Boucias DG, Pendland JC. Principles of insect pathology. Springer Science & Business Media; 2012. [Google Scholar]
  73. Adeleke MA, Akatah HA, Hassan AO, Sam-Wobo SO, Famodimu TM, Olatunde GO, Mafiana CF. Implication of cockroaches as vectors of gastrointestinal parasites in parts of Osogbo, southwestern Nigeria. Mun Ent Zool. 2012;7:1106–1110. [Google Scholar]
  74. Tanyuksel M, Petri WA. Laboratory diagnosis of amebiasis. Clin Microbiol Rev. 2003; 16:713–729. 10.1128/CMR.16.4.713-729.2003 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  75. Khan AR, Huq F. Agenti za bolesti koje nose muhe u gradu Dacca. Bangladeški Med Res Council Bull. 1978; 4:86–93. [PubMed] [Google scholar]
  76. Luttermoser GW. Ličinke kornjaša obroka kao srednji domaćini trakavice peradi Raillietina cesticillusPoult Sci. 1940; 19:177–179. 10.3382/ps.0190177 [CrossRef] [Google Scholar]
  77. Calentine RL, Mackiewicz JS. (Cestoda: Caryophyllaeidae) iz sjevernoameričkih Catostomidae. Trans Am Microsc Soc. 1966; 85:516–520. 10.2307/3224475 [CrossRef] [Google Scholar]
  78. Heyneman D, Voge M. Odgovor domaćina brašnastog buba, Tribolium confusum, na infekcije Hymenolepis diminutaH. microstomaH. citelli (Cestoda: Hymenolepididae). J. Parasitol. 1971; 57:881–886. 10.2307/3277820 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  79. Lackie AM. Imunološki mehanizmi kod insekata. Parasitol danas. 1988; 4:98–105. 10.1016/0169-4758(88)90035-X [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  80. Prepona H, Fogo S. Promjene izazvane Hymenolepis diminutom(Cestoda) u ponašanju posrednog domaćina Tenebria molitora (Coleoptera). Može li J Zool. 1991; 69:2291–2294. 10.1139/z91-321 [CrossRef] [Google Scholar]
  81. Mladi PL. Studije o prijenosu helmintskih jajnih stanica žoharima. Pro. Okla. Acad.1975; 55:169–174. [Google scholar]
  82. Hamza H, Mahdi M. Paraziti žohara Periplaneta americana(L.) u pokrajini Al-Diwaniya, Irak. J Thi-Qar Sci. 2010; 2:1–12. [Google scholar]
  83. Heyneman D. Utjecaj temperature na brzinu razvoja i održivost cestode Hymenolepis nanau svom srednjem domaćinu. Exp Parasitol. 1958; 7:374–382. 10.1016/0014-4894(58)90033-X [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  84. Voge M. Opažanja o razvoju i visokoj temperaturnoj osjetljivosti cisticerkoida Raillietina cesticillusHymenolepis citelli (Cestoda: Ciklofilidea). J. Parasitol. 1961; 47:839–841. [PubMed] [Google scholar]
  85. McAllister CT. Helminth paraziti uniseksualnih i biseksualnih guštera bičeva (Teiidae) u Sjevernoj Americi. II. Bič Novog Meksika (Cnemidophorus neomexicanus). J Wildl Dis. 1990; 26:403–406. 10.7589/0090-3558-26.3.403 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  86. Saehoong P, Wongsawad C. Helminths u kućnim gušterima (Reptilia: Gekkonidae). Jugoistočna Azija J Trop Med. 1997; 28:184–189. [PubMed] [Google scholar]
  87. Sianto L, Teixeira-Santos I, Chame M, Chaves SM, Souza SM, Ferreira LF. Reinhard K, Araujo A. Jedenje guštera: tisućljetna navika o kojoj svjedoči paleoparasitologija. BMC Res Bilješkeiz 2012.; 5:586 10.1186/1756-0500-5-586 [BESPLATNI članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  88. Alicata, JE. Larvalni razvoj spirurid nematoda, Physaloptera turgida, u žoharu, Blattella germanica. Radovi o helmintologiji 1937:11-14.
  89. Cawthorn RJ, Anderson RC. Stanične reakcije poljskih cvrčaka (Achetapennsylvanicus Burmeister) i njemačkih žohara (Blatella germanicaL.) na Physaloptera maxillaris Molin (Nematoda: Physalopteroidea). Može li J Zool. 1977; 55:368–375. 10.1139/z77-050 [CrossRef] [Google Scholar]
  90. Montali RJ, Gardiner CH, Evans RE, Bush RM. Pterygodermatites nycticebi(Nematoda: Spirurida) u tamarinima zlatnog lava. Lab Anim Sci. 1983; 33:194–197. [PubMed] [Google scholar]
  91. Schutgens M, Cook B, Gilbert F, Behnke JM. Bihevioralne promjene u kornjaši brašna Tribolium confusumzaražene spiruridnom nematodom Protospirura muricolaJ. Helminthol. 2015; 89:68–79. 10.1017/S0022149X13000606 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  92. Bowman DD. Unutarnji paraziti Upravljanje zaraznim bolestima u skloništima za životinje. Ames: Wiley-Blackwell Publishing, 209.-222.;2009. [Google scholar]
  93. Anderson RC, Barnes ET, Bartlett CM. Restudy of Spirura infundibuliformisMcLeod, 1933 (Nematoda: Spiruroidea) iz Spermophilus richardsonii, s opažanjima o njegovom razvoju kod insekata. Može li J Zool. 1993; 71:1869–1873. 10.1139/z93-266 [CrossRef] [Google Scholar]
  94. Chabaud AG. Sur le cycle évolutif des Spirurides et de Nématodes ayant une biologie comparable. Valeur systématique des caractères biologiques. Ann Parasitol. Hum Comp. 1954; 29:42–88. [PubMed] [Google scholar]
  95. Haruki K, Furuya H, Saito S, Kamiya S, Kagei N. Gongylonema infekcija kod čovjeka: prvi slučaj gongilonemoze u Japanu. Helmintologija. 2005; 42:63–66. [Google scholar]
  96. Robinson ES, Strickland BC. Stanični odgovori Periplaneta americanana ličinke akantocefalijana. Exp Parasitol. 1969; 26:384–392. 10.1016/0014-4894(69)90132-5 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  97. Rotheram S, Crompton DWT. Opažanja o ranoj vezi između Moniliformis dubius(Acanthocephala) i hemocita srednjeg domaćina, Periplaneta americanaParazitologija. 1972; 64:15–21. 10.1017/S0031182000044607 [CrossRef] [Google Scholar]
  98. Lackie AM, Holt R. Imunosupresija ličinkama Moniliformis moniliformis(Acanthocephala) u njihovom domaćinu žohara (Periplaneta americana). Parazitologija. 1989; 98:307–314. 10.1017/S0031182000062235 [CrossRef] [Google Scholar]
  99. Volkmann A. Lokalizacija fenoloksidaze u sredini Periplaneta americana parazitirana ličinkamaMoniliformis moniliformis (Acanthocephala). Parasitol Res. 1991; 77:616–621. 10.1007/BF00931025 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  100. Eleftherianos I, Revenis C. Uloga i važnost fenoloksidaze u hemostazi insekata. J urođeni Imunitet. 2011; 3:8–33. 10.1159/000321931 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  101. Plaistow SJ, Hlača JP, Cézilly F. Učinak akantocefalijanskog parazita Pomphorhynchus laevisna sadržaj lipida i glikogena u svom srednjem domaćinu Gammarus pulexuInt J Parasitol. 2001; 31:346–351. 10.1016/S0020-7519(01)00115-1 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  102. Bollache L, Rigaud T, Cézilly F. Učinci dvaju acanthocephalan parazita na plodnost i status uparivanja ženskog Gammarus pulexa(Crustacea: Amphipoda). J Invertebr Pathol. 2002; 79:102–110. 10.1016/S0022-2011(02)00027-7 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  103. Smales LR. Acanthocephalans iz nekih žaba i žaba (Anura) i kameleoni (Squamata) iz Tanzanije s opisom nove vrste. J. Parasitol. 2005; 91:1459–1464. 10.1645/GE-550R1.1 [Pubmed] [CrossRef] [Google Scholar]
  104. Galecki R, Sokol R, Dudek A. Jezični crv (Pentastomida) infekcija u kuglastim pitonima (Python regius)-izvješće o slučaju. Ann Parasitol. 2016; 62:363–365. 10.17420/ap6204.76 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  105. Ayinmode AB, Adedokun AO, Aina A, Taiwo V. Zoonotske implikacije pentastomijaze u kraljevskom pitonu (Python regius). Gana Med J. 2010; 44:116–118. [PMC besplatni članak] [PubMed] [Google Scholar]
  106. Vitlo JM, Riley J. Eksperimentalne studije o životnom ciklusu Raillietiella gigliolii(Pentastomida: Cephalobaenida) u južnoameričkom crvotodu Amphisbaena alba: jedinstvena interakcija koja uključuje dva insekta. Parazitologija. 1985; 9:471–481. 10.1017/S0031182000062715 [CrossRef] [Google Scholar]
  107. Esslinger JH. Razvoj Porocephalus crotali(Humboldt, 1808) (Pentastomida) u eksperimentalnim srednjim domaćinima. J. Parasitol. 1962; 48:452–456. 10.2307/3275214 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  108. Bosch H. Eksperimentalne studije životnog ciklusa Raillietiella Sambon, 1910 (Pentastomida: Cephalobaenida): ličinka četvrtog stupnja infektivna je za konačnog domaćina. Z Parazitnkd. 1986; 72:673–680. 10.1007/BF00925489 [CrossRef] [Google Scholar]
  109. Ali JH, Riley J. Eksperimentalne studije životnog ciklusa Raillietiella gehyraeBovien, 1927. i Raillietiella frenatus Ali, Riley i Self, 1981: pentastomidni paraziti gekona koji koriste insekte kao srednje domaćine. Parazitologija. 1983; 86:147–160. 10.1017/S0031182000057255 [CrossRef] [Google Scholar]
  110. Thyssen PJ, Moretti TDC, Ueta MT, Ribeiro OB. Uloga insekata (Blattodea, Diptera i Hymenoptera) kao mogućih mehaničkih vektora helminta u domicilnom i peridomicilijarnom okruženju. Cad Saude Publica. 2004; 20:1096-1102. [PubMed] [Google scholar]
  111. Tsai YH, Cahill KM. Paraziti njemačkog žohara (Blattella germanicaL.) u New Yorku. J. Parasitol. 1970; 56:375–377. 10.2307/3277678 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  112. Fotedar R, Shriniwas UB, Verma A. Žohari (Blattella germanica) kao nositelji mikroorganizama od medicinske važnosti u bolnicama. Epidemiol infekcija. 1991; 107:181–187. 10.1017/s09502688000488809 [besplatni članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  113. Gabryelow K, Lonc E. Paraziti Periplaneta americanaiz laboratorijske kulture. Wiad Parazytol. 1986; 32:75–78. [PubMed] [Google scholar]
  114. Tanowitz HB, Weiss LM, Wittner M. Trakavice. Curr Infect Dis Rep. 2001; 3:77–84. 10.1007/s11908-001-0062-z [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  115. Lunden A, Uggla A. Infektivnost toksoplazme gondiiu ovčetini nakon stvrdnjavanja, pušenja, zamrzavanja ili kuhanja u mikrovalnoj pećnici. Int J Food Microbiol. 1992; 15:357–363. 10.1016/0168-1605(92)90069-F [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  116. Rodriguez-Mahillo AI, Gonzalez-Munoz M, de las Heras C, Tejada M, Moneo I. Kvantifikacija anisakis simplex alergenau svježem, dugotrajnom smrznutom i kuhanom ribljem mišiću. Foodborne Pathog Dis. 2010; 7:967–973. 10.1089/fpd.2009.0517 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  117. Klunder HC, Wolkers Rooijackers J, Korpela JM, Nout MJR. Mikrobiološki aspekti obrade i skladištenja jestivih insekata. Kontrola hrane. 2012; 26(2):628–631. 10.1016/j.foodcont.2012.02.013 [CrossRef] [Google Scholar]
  118. Wales AD, Carrique Mas JJ, Rankin M, Bell B, Thind BB, Davies RH. Pregled prijevoza zoonotskih bakterija člankonožaca, s posebnim osvrtom na salmoneluu grinjama, mušicama i kornjašima. Zoonoses javno zdravstvo. 2010; 57:299–314. 10.1111/j.1863-2378.2008.01222.x [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  119. Goodwin MA, Waltman WD. Prijenos Eimerije, virusa i bakterija pilićima: tamni kukci (Alphitobius diaperinus) kao vektori patogena. J Appl Poult Res. 1996; 5:51–55. 10.1093/japr/5.1.51 [CrossRef] [Google Scholar]
  120. Kobayashi M, Sasaki T, Saito N, Tamura K, Suzuki K, Watanabe H, Agui N. Kućne muhe: nisu jednostavni mehanički vektori enterohemoragijske bakterije Escherichia coliO157:H7. Am J Trop Med Hyg. 1999; 61:625–629. 10.4269/ajtmh.1999.61.625 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  121. Zarchi AAK, Vatani H. Istraživanje o vrstama i stopi prevalencije bakterijskih sredstava izoliranih iz žohara u tri bolnice. Vektor Borne Zoonotic Dis. 2009; 9:197–200. 10.1089/vbz.2007.0230 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  122. Martinez MR, Wiedmann M, Ferguson M, Datta AR. Procjena virulencije Listeria monocytogenesu modelu ličinki kukaca Galleria mellonella. Plos jedan. 2017; 12:e0184557 10.1371/journal.pone.0184557 [besplatni članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6613697/

Povezane objave

Znanstveni centar izvrsnosti za znanost

HF

Zašto sam protiv Ai-kriterija?

HF

Jedan od najvećih hrvatskih matematičara

HF

Iznimni prsten Marina Soljačića

HF

Ova web stranica koristi kolačiće za poboljšanje vašeg iskustva. Pretpostavit ćemo da se slažete s tim, ali možete to neprihvatiti i isključiti ukoliko želite. Prihvati Pročitaj više