Hrvatski Fokus
Znanost

Kukci koji se kreću oko životinjskog staništa mogu mehanički uvesti potencijalne patogene specifične za životinje

Parazitološka procjena jestivih insekata i njihova uloga u prijenosu parazitskih bolesti na ljude i životinje

 

Godine 2019. objavljen je znanstveni članak Remigiusza Gałęckija i Rajmunda Sokóła, uz urednika Pedra L. Oliveiru, pod naslovom Parazitološka procjena jestivih insekata i njihova uloga u prijenosu parazitskih bolesti na ljude i životinje (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6613697/). U tom znanstvenom članku saznajemo kako je od 1. siječnja 2018. stupila na snagu Uredba (EU) 2015/2238 Europskog parlamenta i Europskoga vijeća od 25. studenoga 2015., kojom se uvodi koncept “nove hrane”, uključujući kukce i njihove dijelove. Jedna od najčešće korištenih vrsta insekata su: crvi (Tenebrio molitor), kućni cvrčci (Acheta domesticus), žohari (Blattodea) i migratorni skakavci (Locusta migrans).

Diskusija

Zbog nedostatka obveze registracije trenutno nismo u mogućnosti procijeniti točan broj takvih poljoprivrednih gospodarstava na ispitanom području. Broj farmi dobivenih za eksperiment rezultat je indikativno izračunatog minimalnog broja uzoraka. Da bismo dobili najpouzdanije rezultate s jedne lokacije (npr. grad), testirali smo do 3 farme. Odabir vrsta insekata za istraživanje rezultat je širenja tih životinja među uzgajivačima. U slučaju da smo pokazali da insekti dolaze od istog dobavljača, nismo nastavili daljnja istraživanja.

Anketna pitanja u vezi s testiranim farmama kukaca povezana su s promatranim aktivnostima koje prakticiraju uzgajivači. Uzgajivači koji žele postaviti ili proširiti svoje farme često naručuju insekte iz zemalja podrijetla ili iz mjesta gdje je uvoz takve hrane jeftiniji nego iz Europe. Po našem mišljenju, takav fenomen je velika prijetnja zbog činjenice da može postojati rizik od hvatanja životinja iz okoliša, a time i uvođenja novih parazita, kako patogenih za insekte, tako i za ljude i životinje. Neki uzgajivači amatera nisu zainteresirani za kvalitetu hrane koja se unosi na farmu. Oni dobivaju hranu za insekte iz okoliša (zelena krma, divlje voćke) ili koriste ostatke od hranjenja drugih životinja. Jestivi insekti također mogu imati izravan ili neizravan kontakt sa životinjama. Među praksama možemo uključiti ponovno odlaganje insekata na farme nakon što ih životinja nije pojela. Ovi insekti koji se kreću oko životinjskog staništa (npr. terariji) mogu mehanički uvesti potencijalne patogene specifične za životinje.

Tijekom istraživanja na pojedinim farmama uočili smo neetičke postupke pojedinih uzgajivača, poput hranjenja insekata životinjskim izmetom iz pet shopa, hranjenja insekata leševima manjih životinja ili hranjenja insekata pljesnivom hranom, pa čak i sirovim mesom. Ove prakse značajno smanjuju kvalitetu konačnog proizvoda i potkopavaju mikrobiološku/parazitološku sigurnost takve hrane. Trenutno, međutim, ne postoje nikakvi propisi o zoohigijenskim uvjetima i dobrobiti ovih životinja kao potencijalnih životinja za hranu. Iako je istraživanje provedeno na amaterskim farmama insekata, većina nije imala ozbiljnih nedostataka. Uzgoj jestivih insekata na mjestima koja nisu namijenjena za tu svrhu (kuće) može dovesti do dodatne opasnosti za ljude. Tijekom istraživanja zabilježili smo pojedinačne slučajeve širenja insekata s farmi, što je rezultiralo zarazom prostorija, npr. od strane žohara ili cvrčaka. Drugi primjer je mogućnost prijenosa parazita poput Cryptosporidium spp. na ljude aerogeno, stoga ako su farme dobro nezaštićene ili postoji nedostatak higijene u kontaktu s kukcima, može doći do takvih invazija.

Paraziti patogeni za insekteAnalizirani uzorci farmi kolonizirani su razvojnim oblicima parazita koji su specifični za kukce, uključujući Nosema spp., Gregarine spp., Nyctotherus spp., Steinernema spp., Gordiidae, H. diesigni, Thelastomidae i Thelastoma spp. Ovi patogeni čine najrašireniju parazitsku floru, a masovne infekcije mogu ugroziti zdravlje insekata i smanjiti profit farme [38, 39]. Prema Van der Geest i sur. [40] i Johny et al. [41], gore navedeni patogeni su implicirani kao pseudo-paraziti ljudi i životinja. Međutim, utjecaj parazita specifičnih za kukce na ljude još nije u potpunosti razjašnjen. Pong i sur. [42] su tvrdili da Gregarine spp., parazit specifičan za žohare, može izazvati astmu kod ljudi. Rezultati istraživanja provedenog u našem istraživanju pokazuju da uzgoj insekata može povećati izloženost ljudi patogenima i alergenima [43, 44].Nozemoza je bolest koju uzrokuju paraziti mikrosporije, a može ugroziti zdravlje cvrčaka i skakavaca. Međutim, nozema paraziti također kontroliraju populacije cvrčaka i skakavaca u prirodnom okruženju [45-47]. Lange i Wysiecki [48] su otkrili da se Nosema locustae može prenijeti divljim skakavcima na udaljenosti do 75 km. Ovaj se parazit također lako prenosi između pojedinačnih insekata, što može pridonijeti širenju infekcija na farmama insekata. Johnson i Pavlikova [49] objavili su linearnu korelaciju između broja Nosema spp. spore skakavaca i smanjenje potrošnje suhe tvari. Rezultati našeg istraživanja pokazuju da Nosema spp. infekcije mogu smanjiti profit u uzgoju insekata.Gregarine spp. su parazitski protisti koji koloniziraju probavni trakt i tjelesne šupljine beskralješnjaka. Prema Kudu [50], gregarini su nepatogeni komenzalni mikroorganizmi, ali nedavna istraživanja pokazuju da su ti protisti patogeni za insekte. Ovi mikroorganizmi iskorištavaju hranjive tvari koje je domaćin unio, ugrožavaju imunološku funkciju domaćina i oštećuju stijenke stanica domaćina [41]. Masivne infestacije mogu dovesti do začepljenja crijeva kod insekata [38].Lopes i Alves [39] otkrili su da žohari zaraženi s Gregarine spp. karakterizirani su natečenim abdomenima, usporenim kretanjem, tamnim tijelima i trulim mirisom koji ukazuje na septikemiju. Također je utvrđeno da gregarini ugrožavaju reprodukciju, skraćuju životni ciklus i povećavaju smrtnost insekata [38, 51, 52]. Istraživanje vretenaca otkrilo je da Gregarine spp. može smanjiti sadržaj masti i snagu mišića kod insekata [52]. Johny i ​​sur. [41] pokazali su da metronidazol i griseofluvin mogu smanjiti Gregarine spp. broji u insekte. Rezultati koje su predstavili Johny i ​​sur. [41] može se koristiti za razvoj strategija upravljanja parazitima i minimiziranje negativnih učinaka Gregarine spp. u farmama insekata. Lopes i Alves [39] su pokazali da žohari zaraženi s Gregarine spp. bili su osjetljiviji na Metarhizium anisopliae i triflumuron, što bi moglo značiti da su bolesni kukci osjetljiviji na druge patogene. Pregledom literature sugerira se da Gregarine spp. mogu negativno utjecati na zdravlje uzgojenih insekata [38, 39, 41, 51, 52]. Nyctotherus spp. je parazit ili endosimbiont koji kolonizira crijevni sustav insekata. Gijzen i sur. [53] pronašli su snažnu korelaciju između veličine populacije N. ovalis i aktivnosti probave karboksimetilcelulaze i filter papira u crijevima žohara, što je bilo u korelaciji sa sposobnošću tih insekata da proizvode metan. Rezultati našeg istraživanja upućuju na to da cilijatnu N. ovalis treba smatrati komenzalnom mikroflorom gastrointestinalnog trakta žohara. Nyctotherus spp. manje je vjerojatno da će se otkriti kod insekata koji su prethodno bili u kontaktu sa životinjama. Gore navedeno bi moglo značiti da životinje radije konzumiraju insekte čiji su probavni trakt kolonizirani ovim parazitima. Nyctotherus ovalis rijetko je patogen za životinje. Satbige i sur. [54] izvijestili su o dvije kornjače kod kojih je infekcija N. ovalis uzrokovala proljev, dehidraciju i gubitak težine.Gordiidae, također poznate kao crvi konjske dlake, parazitske su nematode duljine do 1,5 m koje koloniziraju beskralježnjake. Kada ih insekti pojedu, parazitske ličinke prodiru kroz crijevnu stijenku i obavijaju ih zaštitne ciste unutar crijeva. Gordius spp. općenito su specifični za insekte, ali ove su nematode otkrivene i kod ljudi i životinja. U literaturi je opisano nekoliko slučajeva parazitizma i pseudoparazitizma crva gordiida s različitih lokacija, uključujući Francusku, Italiju, Bavarsku, Dalmaciju, istočnu Afriku, jugoistočnu Afriku, zapadnu Afriku, Transvaal, Čile, Sjedinjene Države i Kanadu [55] . Crvi od konjske dlake također su identificirani u povraćenom sadržaju i izmetu [56, 57]. Međutim, nijedna od opisanih invazija parazita nije bila patogena za ljude. U ovoj studiji, paraziti su otkriveni u kukcima hranjenim kuhinjskim otpadom ili lokalno prikupljenim izvorima hrane.

Hammerschmidtiella diesigni, Thelastoma spp. a Thelastomatidae su nematode specifične za beskralješnjake. Nematode koje koloniziraju probavni trakt insekata općenito se smatraju komenzalnim organizmima. Taylor [58] je pokazao da Leidynema spp. imalo je negativan učinak na tkivo stražnjeg crijeva insekata. Slično patogenima identificiranim u našoj studiji, Leidynema spp. pripadaju obitelji Thelastomatidae. Capinera [59] je pokazala da ove nematode mogu povećati smrtnost na farmama žohara. U našem istraživanju, kukci kolonizirani H. diesigni i Thelastoma spp. karakterizira niži sadržaj masnog tkiva. McCallister [60] je izvijestio o većoj prevalenciji nematoda H. diesigni i T. bulhoes u ženki i odraslih žohara, ali nije primijetio značajne varijacije u diferencijalnom broju hemocita ili specifičnoj težini hemolimfe [60].

Steinernema spp. je entomopatogena nematoda čija se patogenost povezuje s prisutnošću simbiotskih bakterija u crijevima parazita. Ove se nematode koriste u poljoprivredi kao biološka sredstva za kontrolu štetočina usjeva [61], koja mogu pospješiti širenje infekcije na druge insekte. U našem istraživanju, kukci zaraženi Steinernema spp. vjerojatno su hranjeni biljkama kontaminiranim jajima parazita.Paraziti patogeni za ljude i životinjeCryptosporidium spp. su paraziti koji koloniziraju probavni i respiratorni trakt više od 280 vrsta kralježnjaka i beskralješnjaka. Povezani su s mnogim bolestima životinja koje uključuju kronični proljev [62-64]. Prema literaturi kukci mogu poslužiti kao mehanički prijenosnici ovih parazita. Muhe mogu biti vektori Cryptosporidium spp. koji nose oociste u svom probavnom traktu i kontaminiraju hranu [65, 66]. Balegari [67] i žohari [68] također mogu djelovati kao mehanički vektori ovih parazita u okolišu. Međutim, prevalencija Cryptosporidium spp. kod jestivih kukaca nije dokumentirano u literaturi. U našem istraživanju Cryptosporidium spp. otkriveni su u probavnom traktu i drugim dijelovima tijela svih procijenjenih vrsta insekata. Prema našem mišljenju, kukci su podcijenjen prijenosnik Cryptosporidium spp., a značajno pridonose širenju ovih parazita.Isospora spp. su kozmopolitske protozoe iz podrazreda Coccidia koje uzrokuju crijevnu bolest poznatu kao izosporijaza. Ovi paraziti predstavljaju prijetnju i za ljude (osobito za osobe s oslabljenim imunitetom) i za životinje. Domaćin se inficira gutanjem jajnih stanica, a infekcija se manifestira uglavnom gastrointestinalnim simptomima (vodenasti proljev). Prema literaturi, žohari, kućne muhe i balegari mogu djelovati kao mehanički vektori Isospora spp. [69, 70]. U našoj studiji, farme insekata bile su kontaminirane ovom protozoom, što bi moglo biti uzrok ponavljajuće kokcidioze kod kukcojeda. Isospora spp. otkriveni su na površini tijela i u probavnom traktu insekata. Po našem mišljenju, prisutnost Isospora spp. kod jestivih kukaca rezultat je loših higijenskih standarda na farmama kukaca.

Balantidium spp. su kozmopolitske praživotinje iz razreda Ciliata. Neke vrste čine komenzalnu floru životinja, ali također mogu uzrokovati bolest poznatu kao balantidijaza. Prema literaturi, ove su praživotinje sveprisutne u sinantropskim kukcima [68, 71]. Kod nekih insekata, Balantidium spp. smatra se dijelom normalne crijevne flore i može sudjelovati u probavnim procesima [72]. Insekti mogu biti vektori Balantidium spp. patogeni za ljude i životinje [73]. U našem su istraživanju potencijalno patogeni cilijati otkriveni čak iu farmama kukaca sa zatvorenim staništima.

Entamoeba spp. su ameboidi taksonomske skupine Amoebozoa koji su unutarnji ili komenzalni paraziti kod ljudi i životinja. Većina Entamoeba spp., uključujući E. coli, E. dispar i E. hartmanni, identificiranih u našem istraživanju pripada nepatogenoj komenzalnoj crijevnoj mikroflori. Međutim, u prikazanom istraživanju otkrivene su i patogene E. histolytica [74] i E. invadens. Entamoeba histolytica može uzrokovati dizenteriju kod ljudi i životinja, dok je E. invadens posebno opasna za kukcojede kao što su gmazovi i vodozemci. Drugi su autori pokazali da se E. histolytica prenosi kukcima u prirodnom okolišu [68, 75].

Cestoda kolonizira kukce kao posredne domaćine. Cisticerkoidi, stadij larve trakavica kao što su Dipylidium caninum, Hymenolepis diminuta, H. nana, H. microstoma, H. citelli, Monobothrium ulmeri i Raillietina cesticillus, identificirani su u kukcima [76-78]. Insekti su razvili imunološke mehanizme koji inhibiraju razvoj ovih parazita [78, 79]. Trakavice mogu izazvati promjene u ponašanju insekata, poput značajnog smanjenja aktivnosti i fotofobičnog ponašanja [80]. Promjene u ponašanju mogu potaknuti konačne domaćine da konzumiraju insekte koji sadrže cisticerkoide. Naša je studija pokazala da su farme insekata koje su izložene kontaktu sa životinjama i farme koje se dopunjuju kukcima iz vanjskih izvora izložene većem riziku od infekcije trakavicama. Slični rezultati zabilježeni su u studijama sinantropskih insekata [81, 82]. U našem istraživanju otkriveni su i cisticerkoidi i jaja, što sugerira da farme mogu biti kontinuirano izložene izvorima zaraze. Međutim, korelacije između jestivih insekata i prevalencije taeniaze kod ljudi i životinja nikad nisu bile detaljno istražene. Pokazalo se da temperatura značajno utječe na razvoj ličinki trakavice kod insekata [83, 84]. Po našem mišljenju, održavanje niže temperature na farmama insekata moglo bi znatno smanjiti reproduktivni uspjeh trakavica, a jestive kukce prije konzumiranja moglo bi se termički obraditi kako bi se smanjio rizik od infekcije trakavicama. Rezultati našeg istraživanja pokazuju da jestivi kukci imaju važnu ulogu u prijenosu trakavica na ptice, kukcojede i ljude.

Pharyngodon spp. su parazitske nematode koje koloniziraju egzotične životinje u divljini iu zatočeništvu [85, 86]. Ovi su paraziti prisutniji kod kućnih ljubimaca u zatočeništvu nego kod divljih životinja [85, 86], što bi se moglo povezati s jestivim kukcima. U našem istraživanju kukci koji su imali prethodni kontakt sa životinjama značajno su češće bili vektori Pharyngodon spp. naši rezultati pokazuju da kukci djeluju kao mehanički vektori za prijenos razvojnih oblika parazita. Uloga insekata kao konačnih domaćina za Pharyngodon spp. nije potvrđeno istraživanjima. Infekcije ljudi uzrokovane Pharyngodon spp. primijećene u prošlosti [87], ali te nematode više nisu značajni čimbenici rizika potencijalnih zoonoza.

Physaloptera spp. formiraju ciste u hemocoelu domaćina otprilike 27 dana nakon ingestije [88]. Cawthorn i Anderson [89], pokazali su da cvrčci i žohari mogu djelovati kao posredni domaćini za ove nematode. Naša studija je prvo izvješće koje ukazuje da Physaloptera spp. mogu prenijeti crvi brašnari i skakavci selice. Kukci mogu djelovati kao vektori u prijenosu ovih parazita, posebice na sisavce kukcojede. Unatoč gore navedenom, definitivni domaćini nisu uvijek zaraženi [88, 89]. Žohari igraju važnu ulogu u prijenosu raspravljanih parazita, uključujući zoološke vrtove [90]. Studija eksperimentalno zaraženih brašnara (Tribolium confusum) pokazala je da Spiruridi također mogu utjecati na ponašanje insekata [91]. Promjene u ponašanju povećavaju rizik da insektivori izaberu zaražene jedinke.

Spiruroidea su parazitske nematode kojima su potrebni međudomaćini beskralješnjaci, kao što su balegari ili žohari, kako bi završili svoj životni ciklus [92]. Kod skakavaca, Spirura infundibuliformis dostiže infektivni stadij za 11-12 dana na sobnoj temperaturi od 20-30°C [93]. Istraživanja su pokazala da su ti insekti rezervoari Spiruroidea u prirodnom okruženju [94]. Ovi paraziti stvaraju ciste u mišićima insekata, hemocoelu i malpigijevim tubulima. Koloniziraju uglavnom životinje, ali zabilježene su i infekcije ljudi. Prema Harukiju i sur. [95], Spiruroidea može zaraziti ljude koji slučajno konzumiraju posredne domaćine ili piju vodu koja sadrži L3 ličinke Gongylonema spp. (nematode iz superporodice Spiruroidea). Prevalencija Spiruroidea u kukcima nikada nije proučavana kod srednjoeuropskih insekata. U našem istraživanju ove su nematode identificirane uglavnom na farmama koje uvoze insekte izvan Europe.Acanthocephala su obvezni endoparaziti probavnog trakta u riba, ptica i sisavaca, a njihove ličinke (acanthor, acanthella, cystacanth) prenose beskralješnjaci. Prevalencija ovih parazita kod divljih kukaca nikada nije proučavana. Kod žohara, Acanthocephala vrste kao što su Moniliformis dubius i Macracanthorhynchus hirudinaceus prodiru u stijenku crijeva i dopiru do hemocoela [96]. Vanjska membrana akantora tvori izbočine nalik na mikrovile koje obavijaju ličinke u ranom stadiju [97]. Utjecaj acanthocephalana na fiziologiju insekata naširoko je istražen.

Prisutnost ličinki Moniliformis moniliformis u hemocoelu žohara smanjuje imunološku reaktivnost [98], što, po našem mišljenju, može pridonijeti sekundarnim infekcijama. Trnoglavi crvi utječu na koncentraciju fenoloksidaze, enzima odgovornog za sintezu melanina na mjestu ozljede i oko patogena u hemolimfi [99, 100]. Ne postoje objavljene studije koje bi opisivale utjecaj acanthocephalana na ponašanje insekata. Studija rakova pokazala je da su razvojni oblici ovih parazita značajno povećali razinu glikogena i smanjili sadržaj lipida u ženki [101]. Crvi s bodljikavom glavom također ugrožavaju reproduktivni uspjeh kod rakova [102]. Potrebna su daljnja istraživanja člankonožaca kako bi se utvrdila sigurnost insekata kao izvora hrane i stočne hrane. Acanthocephalani su otkriveni kod gmazova kukcojeda [103], što bi moglo ukazivati ​​na to da kukci mogu djelovati kao vektori za prijenos parazitskih razvojnih oblika.Pentastomida su endoparazitski člankonošci koji koloniziraju respiratorni trakt i tjelesne šupljine divljih i gmazova u zatočeništvu [104]. Pentastomijaza se smatra zoonotskom bolešću, osobito u zemljama u razvoju [105]. Prisutnost grinja, koje podsjećaju na pentastomidne nimfe tijekom mikroskopskih promatranja, treba isključiti prilikom dijagnosticiranja pentastomijaze na farmama insekata. Uloga insekata međudomaćina/vektora pentastomidnih nimfa još nije u potpunosti razjašnjena. Međutim, Winch i Riley [106] otkrili su da su kukci, uključujući mrave, sposobni prenijeti crve jezičce i da su žohari otporni na infekciju s Raillietiella gigliolii. Esslinger [107] i Bosch [108], pokazali su da Raillietiella spp. oslanjaju se na insekte kao posredne domaćine. Naša je studija potvrdila gornju mogućnost, ali nismo uspjeli identificirati čimbenike koji odabrane kukce čine poželjnim međudomaćinima. Izbor posrednog domaćina vjerojatno je određen vrstom parazita. Nismo uspjeli identificirati pentastomidne nimfe na razini vrste zbog nedostatka detaljnih morfometrijskih podataka. Naši rezultati i nalazi drugih autora sugeriraju da bi kukci mogli biti važni prijenosnici za prijenos pentastomida na gmazove i vodozemce [106, 109].

Prevalencija

Prevalencija parazitskih infekcija kod insekata istraživana je uglavnom u prirodnom okruženju. Thyssen i sur. [110] otkrili su da su 58,3% njemačkih žohara bili nositelji nematoda, uključujući jaja Oxyuridae (36,4%), jaja Ascaridae (28,04%), ličinke nematoda (4,8%), ostale nematode (0,08%) i jaja Toxocaridae (0,08%) . Jaja Cestode (3,5%) također su otkrivena u gornjoj studiji. Chamavit i sur. [68] izvijestili su o prisutnosti parazita u 54,1% žohara, uključujući Strongyloides stercoralis (0,8%), Ascaris lumbricoides (0,3%), Trichuris trichuria (0,3%), Taenia spp. (0,1%), Cyclospora spp. (1,3%), Endolimax nana (1,3%), B. hominis (1,2%), Isospora belli (9,6%), Entamoeba histolytica/E. dispar (4,6%), Cryptosporidium spp. (28,1%), Chilomastix mesnilli (0,3%), Entamoeba coli (4,0%), Balantidium coli (5,8%) i Iodamoeba butschlii (0,1%). Paraziti specifični za ljude kao što su Oxyuridae, Ascaridae, Trichuris spp. i Taenia spp. nisu otkriveni u našem istraživanju, što sugerira da analizirani insekti nisu imali pristup izmetu zaraženih ljudi. U istraživanju divljih žohara u Iraku, prevalencija parazitskih razvojnih oblika bila je gotovo dvostruko veća (83,33%) nego u našem istraživanju [82]. Irački žohari nosili su E. blatti (33%), N. ovalis (65,3%), H. diesingi (83,3%), Thelastoma bulhoe (15,4%), Gordius robustus (1,3%), Enterobius vermicularis (2%) i Ascaris lumbricoides (1,3%). Za razliku od našeg eksperimenta, H. diesigni je bila dominantna vrsta nematoda u iračkim žoharima. Navedeni autori nisu utvrdili nikakve razvojne oblike trakavica. Tsai i Cahill [111] analizirali su njujorške žohare i identificirali Nyctotherus spp. u 22,85% slučajeva, Blatticola blattae u 96,19% slučajeva, a Hammerschmidtiella diesingi u 1,9% slučajeva. Rezultati našeg istraživanja pokazuju da su jestivi kukci iz uzgoja manje izloženi određenim parazitima (Ascaridae, Enterobius spp.) koji su patogeni za ljude i životinje. Odsutnost nematoda i valjkastih crva specifičnih za ljude može se pripisati činjenici da su analizirana uzgajališta bila zatvorena staništa bez pristupa izvorima zaraze.U radu Fotedara i sur. [112], prevalencija parazita utvrđena je na 99,4% kod bolničkih žohara i na 94,2% kod kućnih žohara. Postotak zaraženih žohara bio je puno veći nego u našem istraživanju, što bi moglo upućivati ​​na to da okolišni čimbenici značajno utječu na prevalenciju odabranih vrsta parazita. Naša opažanja potvrđuju da se rizik od parazitskih infekcija može znatno smanjiti kada se insekti uzgajaju u zatvorenom okruženju. Visoka prevalencija odabranih razvojnih oblika parazita u procijenjenim farmama insekata mogla bi se pripisati niskim higijenskim standardima i nepostojanju preventivnih tretmana. Parazitska fauna na farmama insekata nikada nije opisana u literaturi u tolikom obimu. Istraživanje žohara iz laboratorijskog fonda Instituta za mikrobiologiju Wrocław (Poljska) otkrilo je prisutnost cilijata u svim kukcima i prisutnost nematoda u 87% insekata [113]. Ovi rezultati mogu se pripisati činjenici da su svi ispitivani insekti dobiveni iz jedne matice, što je pridonijelo ponovnoj pojavi parazitskih infekcija. Slična su opažanja napravljena u nekoliko farmi insekata u ovoj studiji.Obrada jestivih insekata poput kuhanja ili zamrzavanja može inaktivirati razvojne oblike parazita. Tanowitz i sur. [114] izvijestio je da se Teania solium ubija kuhanjem svinjskog mesa na unutarnjoj temperaturi od 65°C ili smrzavanjem na 20°C najmanje 12 sati. Dimljenje, sušenje ili zamrzavanje mesa također može inaktivirati protozoe poput Toxoplasma gondii [115]. Korištenje mikrovalova može biti neučinkovito [115]. Na primjeru Anisakis simplex dokazano je da se kuhanjem i zamrzavanjem može značajno poboljšati sigurnost hrane u odnosu na ovu nematodu [116]. Kuhanje insekata tijekom 5 minuta također je učinkovit postupak za eliminaciju Enterobacteriaceae [117]. Jednostavne metode konzerviranja kao što je sušenje/zakiseljavanje bez upotrebe hladnjaka testirane su i smatraju se obećavajućima [117]. Međutim, postoji potreba za temeljitom procjenom metoda obrade insekata, uključujući temperature i vrijeme kuhanja/zamrzavanja kako bi se spriječile moguće infekcije parazitima. Unatoč tome, u procesima pripreme hrane alergeni na parazite još uvijek se mogu detektirati [116].Kukci također mogu biti bakterijski vektor/rezervoar, ali trenutno nema dostupnih podataka za bakteriološke testove kod uzgojnih insekata. Dokazano je da kukci mogu biti važan epidemiološki čimbenik u prijenosu bakterijskih bolesti [3]. Jedna od najvažnijih bakterija koje se prenose kukcima je Campylobacter spp. [118] i Salmonella spp. [119].

Kobayashi i sur. [120] pokazali su da kukac također može biti vektor Escherichie coli 0157:H7. Slobodno živući žohari nosili su patogene organizme kao što su Escherichia coli, Streptococcus Group D, Bacillus spp., Klebsiella pneumoniae i Proteus vulgaris [121]. Studije in vitro pokazale su da neke vrste insekata također mogu biti rezervoar Listeria monocytogenes [122]. Po našem mišljenju daljnja bi se istraživanja također trebala usredotočiti na mikrobiološku sigurnost uzgoja jestivih kukaca.S obzirom na to da se identifikacija parazita temeljila na morfološkim i morfometrijskim metodama, daljnja molekularna istraživanja trebala bi biti usmjerena na preciznu determinaciju pojedinih vrsta identificiranih parazita kako bi se utvrdila stvarna opasnost za javno zdravlje. Rezultati ovog istraživanja pokazuju da jestivi kukci imaju važnu ulogu u epidemiologiji parazitskih bolesti kralješnjaka. Jestivi kukci djeluju kao važni vektori za prijenos parazita na kućne ljubimce insektivore. Farme insekata koje ne poštuju higijenske standarde ili su postavljene na neprikladnim lokacijama (npr. kuće) mogu predstavljati izravne i neizravne rizike za ljude i životinje. Stoga se farme koje opskrbljuju jestivim kukcima moraju redovito nadzirati na parazite kako bi se zajamčila sigurnost izvora hrane i stočne hrane. Količina parazita povezana je s uzročnikom bolesti ljudi i životinja stoga bi u budućnosti trebalo provesti kvantitativna istraživanja intenziteta parazita na farmama insekata. Po našem mišljenju, najpouzdanija metoda kvantitativnog istraživanja bila bi Real-Time PCR metoda. Trebalo bi također razviti standarde dobrobiti insekata i analitičke metode kako bi se smanjili gubici proizvodnje i učinkovito eliminirali patogeni s farmi.

Priznanja

Autori zahvaljuju vlasnicima farmi i trgovinama za kućne ljubimce na dijeljenju istraživačkog materijala.Ići:Izjava o financiranjuTroškove objave snosit će Znanstveni konzorcij KNOW (Vodeći nacionalni istraživački centar) “Zdrava hrana za životinje,” odluka Ministarstva znanosti i visokog obrazovanja br. 05-1/KNOW2/2015. Financijeri nisu imali nikakvu ulogu u dizajnu studije, prikupljanju i analizi podataka, odluci o objavljivanju ili pripremi rukopisa.Ići:Dostupnost podatakaSvi relevantni podaci nalaze se u radu.

Referencije:

  1. Hanboonsong Y, Jamjanya T Durst PB. Six-legged livestock: edible insect farming, collection and marketing in Thailand. Food and Agriculture Organization of the United Nations Regional Office for Asia and the Pacific Bangkok; 2013. [Google Scholar]
  2. Sánchez-Muros MJ, Barroso FG, Manzano-Agugliaro F. Insect meal as renewable source of food for animal feeding: a review. LJ Clean Prod. 2014;65:16–27. 10.1016/j.jclepro.2013.11.068 [CrossRef] [Google Scholar]
  3. Belluco S, Losasso C, Maggioletti M, Alonzi CC, Paoletti MG, Ricci A. Edible insects in a food safety and nutritional perspective: a critical review. Compr Rev Food Sci Food Saf. 2013;12:296–313. 10.1111/1541-4337.12014 [CrossRef] [Google Scholar]
  4. Van Huis A, Van Itterbeeck J, Klunder H, Mertens E, Halloran A, Muir G, Vantomme P. Edible insects: future prospects for food and feed security (No. 171). Food and Agriculture Organization of the United Nations; 2013. [Google Scholar]
  5. Ghaly AE, Alkoaik FN. The yellow mealworm as a novel source of protein. J Agric Biol Sci. 2009;4:319–331 10.3844/ajabssp.2009.319.331 [CrossRef] [Google Scholar]
  6. Feng Y, Chen XM, Zhao M, He Z, Sun L, Wang CY, Ding WF. Edible insects in China: Utilization and prospects. Insect Sci. 2018;25:184–198. 10.1111/1744-7917.12449 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  7. Anonymous. About HaoCheng Mealworms Inc. 2013 [cited 22 June 2018]. In: HaoCheng Mealworms Inc. website [Internet]. Available from: http://www.hcmealworm.com
  8. Siemianowska E, Kosewska A, Aljewicz M, Skibniewska KA, Polak-Juszczak L, Jarocki A, Jedras M. Larvae of mealworm (Tenebrio molitorL.) as European novel food. Agric Sci. 2013;4:287. [Google Scholar]
  9. Bakula T., Obremski K. Galecki R. Tenebrionidae can eat polystyrene INSECTA 2016 International Symposium on Insects as Feed, Food and Non-Food; 2016.®
  10. Sheiman IM, Shkutin MF, Terenina NB, Gustafsson MK. A behavioral study of the beetle Tenebrio molitorinfected with cysticercoids of the rat tapeworm Hymenolepis diminuta. Naturwissenschaften. 2006;93:305–308. 10.1007/s00114-006-0103-4 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  11. Dhakal S, Meyling NV, Williams AR, Mueller-Harvey I, Fryganas C, Kapel CM. Fredensborg BL. Efficacy of condensed tannins against larval Hymenolepis diminuta(Cestoda) in vitro and in the intermediate host Tenebrio molitor (Coleoptera) in vivo. Vet Parasitol. 2015;207:49–55. 10.1016/j.vetpar.2014.11.006 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  12. Xie W, Racz GR., Terry BS, Gardner SL. A method for measuring the attachment strength of the cestode Hymenolepis diminutato the rat intestine. J Helminthol. 2016;91:1–5. [PubMed] [Google Scholar]
  13. DeFoliart GR, Finke MD, Sunde ML. Potential value of the Mormon cricket (Orthoptera: Tettigoniidae) harvested as a high-protein feed for poultry. J Econ Entomol. 1982;75:848–852. 10.1093/jee/75.5.848 [CrossRef] [Google Scholar]
  14. Zhong A. Product Development Considerations for a Nutrient Rich Bar Using Cricket (Acheta domesticus) Protein. California State University, Long Beach; 2017.
  15. Bodenheimer FS. Insects as human food. Springer; Netherlands; 1951. [Google Scholar]
  16. King FS, Burgess A., Quinn VJ, Osei AK. Nutrition for developing countries. Oxford University Press; 2015. [Google Scholar]
  17. Shi WP, Wang YY, Lv F, Guo C, Cheng X. Persistence of Paranosema (Nosema) locustae(Microsporidia: Nosematidae) among grasshopper (Orthoptera: Acrididae) populations in the Inner Mongolia Rangeland, China. BioControl. 2009;54:77–84. 10.1007/s10526-008-9153-1 [CrossRef] [Google Scholar]
  18. Fries I, Chauzat MP, Chen YP, Doublet V, Genersch E, Gisder S, Paxton RJ. Standard methods for Nosema research. J. Apic. Res. 2013; 52: 1–28. 10.3896/IBRA.1.52.4.19 [CrossRef] [Google Scholar]
  19. Fayer R, Morgan U, Upton SJ. Epidemiology of Cryptosporidium: transmission, detection and identification. Int J Parasitol. 2000;30:1305–1322. 10.1016/S0020-7519(00)00135-1 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  20. Rueckert S, Simdyanov TG, Aleoshin VV, Leander BS. Identification of a divergent environmental DNA sequence clade using the phylogeny of gregarine parasites (Apicomplexa) from crustacean hosts. PLoS One2011;6:e18163 10.1371/journal.pone.0018163 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  21. Bowman DD. Georgis’ parasitology for veterinarians. Elsevier Health Sciences; 2014. [Google Scholar]
  22. Kudo RR. Studies on Nyctotherus ovalisLeidy with special reference to its nuclear structure. Arch Protistenk. 1936;87:10–42. [Google Scholar]
  23. Voge MARIETTA. Studies in cysticercoid histology. I. Observations on the fully developed cysticercoid of Hymenolepis diminuta(Cestoda: Cyclophyllidea). In Proc Helminthol Soc Wash. 1960;27:32–36. [Google Scholar]
  24. Schmidt-Rhaesa A, Hanelt B, Reeves WK. Redescription and compilation of Nearctic freshwater Nematomorpha (Gordiida), with the description of two new species. Proc Acad Nat Sci Phila. 2003;153:77–117. 10.1635/0097-3157(2003)153[0077:RACONF]2.0.CO;2 [CrossRef] [Google Scholar]
  25. http://www.nematomorpha-.net/Images.html
  26. Chitwood BG. A synopsis of the nematodes parasitic in insects of the family Blattidae. Parasit Res. 1932;5:14–50. [Google Scholar]
  27. Bouamer S, Serge M. Description of Tachygonetria combesi n. sp. and redescriptions of four species of Tachygonetria Wedl, 1862 (Nematoda: Pharyngodonidae), with a new diagnosis of the genus. Syst Parasitol. 2002;53:121–139. 10.1023/A:1020443905905 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  28. Basir MA. On a Physaloptera larva from an insect. Can J Res. 1948;26:197–200. 10.1139/cjr48d-015 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  29. Anantaraman M, Jayalakshmi N. On the life-history of Spirocerca lupi(Rudolphi, 1809), a nematode of dogs in India. Proc Natl Acad Sci India Sect B Boil Sci. 1963;58:137–147. [Google Scholar]
  30. Gottlieb Y, Markovics A, Klement E, Naor S, Samish M, Aroch I, Lavy E. Characterization of Onthophagus sellatusas the major intermediate host of the dog esophageal worm Spirocerca lupi in Israel. Vet Parasitol. 2011;180:378–382. 10.1016/j.vetpar.2011.03.008 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  31. Nguyen KB, Smart GC Jr. Morphometrics of infective juveniles of Steinernemaspp. and Heterorhabditis bacteriophora (Nemata: Rhabditida). J Nematol. 1995; 27: 206 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  32. Basir MA. Nematodes parasitic in Indian-Cockroaches. Proc Natl Acad Sci India Sect B Biol Sci. 1940;12:8–16 [Google Scholar]
  33. Ravindranath MH, Anantaraman S. The cystacanth of Moniliformis moniliformis(Bremser, 1811) and its relationship with the haemocytes of the intermediate host (Periplaneta americana). Z Parasitenkd. 1977;53:225–237. 10.1007/BF00380467 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  34. McDonald ME. Key to Acanthocephala reported in waterfowl. Fish and Wildlife Service Madison Wi National Wildlife Health Research Center; 1988. [Google Scholar]
  35. Christoffersen ML, De Assis JE. A systematic monograph of the Recent Pentastomida, with a compilation of their host Cephalobaena Heymons, 1922. Zool Meded. 2013;87:1–145. [Google Scholar]
  36. Colloff MJ. Taxonomy and identification of dust mites. Allergy. 1998;53:7–12. 10.1111/j.1398-9995.1998.tb04989.x [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  37. Carter GR, Cole JR Jr. Diagnostic procedure in veterinary bacteriology and mycology. Academic Press; 2012. [Google Scholar]
  38. Zuk M. The effects of gregarine parasites on longevity, weight loss, fecundity and developmental time in the field crickets Gryllus veletisand G. pennsylvanicusEcol Entomol. 1987;12:349–354. 10.1111/j.1365-2311.1987.tb01014.x [CrossRef] [Google Scholar]
  39. Lopes RB, Alves SB. Effect of Gregarinasp. parasitism on the susceptibility of Blattella germanica to some control agents. J Invertebr Pathol. 2005;88:261–264. 10.1016/j.jip.2005.01.010 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  40. Van der Geest LPS, Elliot SL, Breeuwer J, Beerling EAM. Diseases of mites. Exp Appl Acarol. 2000;24:497–560. 10.1023/A:1026518418163 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  41. Johny S, Merisko A, Whitman DW. Efficacy of eleven antimicrobials against a gregarine parasite (Apicomplexa: Protozoa). Ann Clin Microbiol Antimicrob. 2007;6:15 10.1186/1476-0711-6-15 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  42. Pong WW, Xu Y., Kunkel JG. Do Gregarines Participate in Childhood Asthma? 2000 [cited 20 June 2018]. In: University of Massachusetts Amherst website [Internet]. Massachusett. Available from: http://www.bio.umass.edu/biology/kunkel/gregarine/pong/poster.html
  43. Park M, Boys EL, Yan M, Bryant K, Cameron B, Desai A, Thomas PS, Tedia NT. Hypersensitivity Pneumonitis Caused by House Cricket, Acheta domesticusJ Clin Cell Immunol. 2014;5:248 10.4172/2155-9899.1000248 [CrossRef] [Google Scholar]
  44. Palmer L. Edible Insects as a Source of Food Allergens. Dissertations, Theses, & Student Research in Food Science and Technology; 2016.
  45. Henry JE. Experimental application of Nosema locustaefor control of grasshoppers. J Invertebr Pathol. 1971;18:389–394. 10.1016/0022-2011(71)90043-7 [CrossRef] [Google Scholar]
  46. Ewen AB, Mukerji MK. Evaluation of Nosema locustae(Microsporida) as a control agent of grasshopper populations in Saskatchewan. J Invertebr Pathol. 1980;35:295–303. 10.1016/0022-2011(80)90165-2 [CrossRef] [Google Scholar]
  47. Lockwood JA, Bomar CR, Ewen AB. The history of biological control with Nosema locustae: lessons for locust management. Int J Trop Insect Sci. 1999;19:333–350. 10.1017/S1742758400018968 [CrossRef] [Google Scholar]
  48. Lange CE, De Wysiecki ML. The Fate of Nosema locustae(Microsporida: Nosematidae) in Argentine Grasshoppers (Orthoptera: Acrididae). Biol Control, 1996;7:24–29. 10.1006/bcon.1996.0059 [CrossRef] [Google Scholar]
  49. Johnson DL, Pavlikova E. Reduction of consumption by grasshoppers (Orthoptera: Acrididae) infected with Nosema locustaeCanning (Microsporida: Nosematidae). J Invertebr Pathol. 1986;48:232–238. 10.1016/0022-2011(86)90128-X [CrossRef] [Google Scholar]
  50. Kudo RR. Protozoology, 4th edn Springfield Thomas III; 1954. [Google Scholar]
  51. Zuk M. The effects of gregarine parasites, body size, and time of day on spermatophore production and sexual selection in field crickets. Behav Ecol Sociobiol. 1987;21:65–72. 10.1007/BF00324437 [CrossRef] [Google Scholar]
  52. Marden JH, Cobb JR. Territorial and mating success of dragonflies that vary in muscle power output and presence of gregarine gut parasites. Anim. Behav. 2004; 68: 857–865. 10.1016/j.anbehav.2003.09.019 [CrossRef] [Google Scholar]
  53. Gijzen HJ, van der Drift C, Barugahare M, op den Camp HJ. Effect of host diet and hindgut microbial composition on cellulolytic activity in the hindgut of the American cockroach, Periplaneta americanaJ. Appl. Environ. Microbiol. 1994;60:1822–1826. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  54. Satbige AS, Kasaralikar VR, Halmandge SC, Rajendran C. Nyctotherussp. infection in pet turtle: a case report. J. Parasit. Dis. 2016;42:590–592. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  55. Sayad WY, Johnson VM, Faust EC. Human parasitization with Gordius robustusJAMA. 1936;106:461–462. 10.1001/jama.1936.92770060001010 [CrossRef] [Google Scholar]
  56. Bolek MG. Records of horsehair worms Paragordius variusChordodes morganiand Gordius robustus (Nematomorpha) from Indiana. J Freshwater Ecol. 2000;15:421–423. 10.1080/02705060.2000.9663760 [CrossRef] [Google Scholar]
  57. Hong EJ, Sim C, Chae JS., Kim HC, Park J, Choi KS, Yu DH, Yoo JG, Park BK. A Horsehair Worm, Gordiussp.(Nematomorpha: Gordiida), Passed in a Canine Feces. Korean J Parasitol. 2015;53:719–724. 10.3347/kjp.2015.53.6.719 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  58. Taylor RL. Tissue damage induced by an oxyuroid nematode, Leidynemasp., in the hindgut of the Madeira cockroach, Leucophaea maderae. J Invertebr Pathol. 1968;11:214–218. 10.1016/0022-2011(68)90151-1 [CrossRef] [Google Scholar]
  59. Capinera JL. Encyclopedia of entomology. Springer Science & Business Media; 2008. [Google Scholar]
  60. McCallister GL. The effect of Thelastoma bulhoesiand Hammerschmidtiella diesingi (Nematoda: Oxyurata) on host size and physiology in Periplaneta americana (Arthropoda: Blattidae). Proc Helminthol Soc Wash. 1988;55:12–14. [Google Scholar]
  61. Cranshaw WS, Zimmerman R. Insect Parasitic Nematodes. Colorado State University Extension; 2005. [Google Scholar]
  62. Panciera RJ, Thomassen RW Garner FM. Cryptosporidial infection in a calf. Vet Pathol. 1971;8:479–484. 10.1177/0300985871008005-00610 [CrossRef] [Google Scholar]
  63. Galecki R, Sokol R. Cryptosporidium canisand C. felis as a potential risk to humans. Pol J Natur. Sc. 2015;30:203–212. [Google Scholar]
  64. Galecki R, Sokol R. Treatment of cryptosporidiosis in captive green iguanas (Iguana iguana). Vet Parasitol. 2018;252:17–21. 10.1016/j.vetpar.2018.01.018 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  65. Graczyk TK, Cranfield MR, Fayer R, Bixler H. House flies (Musca domestica) as transport hosts of Cryptosporidium parvumAm J Trop Med Hyg. 1999;61:500–504. 10.4269/ajtmh.1999.61.500 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  66. Graczyk TK, Grimes BH, Knight R, Szostakowska B, Kruminis-Lozowska W, Racewicz M, Tamang L, Dasilva AJ, Myjak P. Mechanical transmission of Cryptosporidium parvumoocysts by flies. Wiad Parazytol. 2004;50:243–247. [PubMed] [Google Scholar]
  67. Conn DB, Neslund S, Niemeyer R, Tamang L, Graczyk TK. Dung beetles (Insecta: Coleoptera) as disseminators of viable Cryptosporidium parvumin a multispecies agricultural complex. Abstr. 10th Int. Wkshps Opportun Protists, Boston, MA; 2008.
  68. Chamavit P, Sahaisook P, Niamnuy N. The majority of cockroaches from the Samutprakarn province of Thailand are carriers of parasitic organisms. EXCLI J. 2011;10:218–222. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  69. Graczyk TK, Knight R, Gilman RH. Cranfield MR. The role of non-biting flies in the epidemiology of human infectious diseases. Microbes Infect. 2001;3:231–235. 10.1016/S1286-4579(01)01371-5 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  70. Tatfeng YM, Usuanlele MU, Orukpe A, Digban AK, Okodua M, Oviasogie F, Turay AA. Mechanical transmission of pathogenic organisms: the role of cockroaches. J Vect Borne Dis. 2005;42:129–134. [PubMed] [Google Scholar]
  71. Golemansky VG, Lipa J, Pilarska DK, Todorov MT. Unicellular parasites (Protozoa: Eugregarinida, Microsporida & Trychostomatida) of the orthopterous insects (Insecta: Orthoptera) in Bulgaria. Acta Zool Bulg. 1998;50:123–135. [Google Scholar]
  72. Boucias DG, Pendland JC. Principles of insect pathology. Springer Science & Business Media; 2012. [Google Scholar]
  73. Adeleke MA, Akatah HA, Hassan AO, Sam-Wobo SO, Famodimu TM, Olatunde GO, Mafiana CF. Implication of cockroaches as vectors of gastrointestinal parasites in parts of Osogbo, southwestern Nigeria. Mun Ent Zool. 2012;7:1106–1110. [Google Scholar]
  74. Tanyuksel M, Petri WA. Laboratory diagnosis of amebiasis. Clin Microbiol Rev. 2003; 16:713–729. 10.1128/CMR.16.4.713-729.2003 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  75. Khan AR, Huq F. Agenti za bolesti koje nose muhe u gradu Dacca. Bangladeški Med Res Council Bull. 1978; 4:86–93. [PubMed] [Google scholar]
  76. Luttermoser GW. Ličinke kornjaša obroka kao srednji domaćini trakavice peradi Raillietina cesticillusPoult Sci. 1940; 19:177–179. 10.3382/ps.0190177 [CrossRef] [Google Scholar]
  77. Calentine RL, Mackiewicz JS. (Cestoda: Caryophyllaeidae) iz sjevernoameričkih Catostomidae. Trans Am Microsc Soc. 1966; 85:516–520. 10.2307/3224475 [CrossRef] [Google Scholar]
  78. Heyneman D, Voge M. Odgovor domaćina brašnastog buba, Tribolium confusum, na infekcije Hymenolepis diminutaH. microstomaH. citelli (Cestoda: Hymenolepididae). J. Parasitol. 1971; 57:881–886. 10.2307/3277820 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  79. Lackie AM. Imunološki mehanizmi kod insekata. Parasitol danas. 1988; 4:98–105. 10.1016/0169-4758(88)90035-X [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  80. Prepona H, Fogo S. Promjene izazvane Hymenolepis diminutom(Cestoda) u ponašanju posrednog domaćina Tenebria molitora (Coleoptera). Može li J Zool. 1991; 69:2291–2294. 10.1139/z91-321 [CrossRef] [Google Scholar]
  81. Mladi PL. Studije o prijenosu helmintskih jajnih stanica žoharima. Pro. Okla. Acad.1975; 55:169–174. [Google scholar]
  82. Hamza H, Mahdi M. Paraziti žohara Periplaneta americana(L.) u pokrajini Al-Diwaniya, Irak. J Thi-Qar Sci. 2010; 2:1–12. [Google scholar]
  83. Heyneman D. Utjecaj temperature na brzinu razvoja i održivost cestode Hymenolepis nanau svom srednjem domaćinu. Exp Parasitol. 1958; 7:374–382. 10.1016/0014-4894(58)90033-X [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  84. Voge M. Opažanja o razvoju i visokoj temperaturnoj osjetljivosti cisticerkoida Raillietina cesticillusHymenolepis citelli (Cestoda: Ciklofilidea). J. Parasitol. 1961; 47:839–841. [PubMed] [Google scholar]
  85. McAllister CT. Helminth paraziti uniseksualnih i biseksualnih guštera bičeva (Teiidae) u Sjevernoj Americi. II. Bič Novog Meksika (Cnemidophorus neomexicanus). J Wildl Dis. 1990; 26:403–406. 10.7589/0090-3558-26.3.403 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  86. Saehoong P, Wongsawad C. Helminths u kućnim gušterima (Reptilia: Gekkonidae). Jugoistočna Azija J Trop Med. 1997; 28:184–189. [PubMed] [Google scholar]
  87. Sianto L, Teixeira-Santos I, Chame M, Chaves SM, Souza SM, Ferreira LF. Reinhard K, Araujo A. Jedenje guštera: tisućljetna navika o kojoj svjedoči paleoparasitologija. BMC Res Bilješkeiz 2012.; 5:586 10.1186/1756-0500-5-586 [BESPLATNI članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  88. Alicata, JE. Larvalni razvoj spirurid nematoda, Physaloptera turgida, u žoharu, Blattella germanica. Radovi o helmintologiji 1937:11-14.
  89. Cawthorn RJ, Anderson RC. Stanične reakcije poljskih cvrčaka (Achetapennsylvanicus Burmeister) i njemačkih žohara (Blatella germanicaL.) na Physaloptera maxillaris Molin (Nematoda: Physalopteroidea). Može li J Zool. 1977; 55:368–375. 10.1139/z77-050 [CrossRef] [Google Scholar]
  90. Montali RJ, Gardiner CH, Evans RE, Bush RM. Pterygodermatites nycticebi(Nematoda: Spirurida) u tamarinima zlatnog lava. Lab Anim Sci. 1983; 33:194–197. [PubMed] [Google scholar]
  91. Schutgens M, Cook B, Gilbert F, Behnke JM. Bihevioralne promjene u kornjaši brašna Tribolium confusumzaražene spiruridnom nematodom Protospirura muricolaJ. Helminthol. 2015; 89:68–79. 10.1017/S0022149X13000606 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  92. Bowman DD. Unutarnji paraziti Upravljanje zaraznim bolestima u skloništima za životinje. Ames: Wiley-Blackwell Publishing, 209.-222.;2009. [Google scholar]
  93. Anderson RC, Barnes ET, Bartlett CM. Restudy of Spirura infundibuliformisMcLeod, 1933 (Nematoda: Spiruroidea) iz Spermophilus richardsonii, s opažanjima o njegovom razvoju kod insekata. Može li J Zool. 1993; 71:1869–1873. 10.1139/z93-266 [CrossRef] [Google Scholar]
  94. Chabaud AG. Sur le cycle évolutif des Spirurides et de Nématodes ayant une biologie comparable. Valeur systématique des caractères biologiques. Ann Parasitol. Hum Comp. 1954; 29:42–88. [PubMed] [Google scholar]
  95. Haruki K, Furuya H, Saito S, Kamiya S, Kagei N. Gongylonema infekcija kod čovjeka: prvi slučaj gongilonemoze u Japanu. Helmintologija. 2005; 42:63–66. [Google scholar]
  96. Robinson ES, Strickland BC. Stanični odgovori Periplaneta americanana ličinke akantocefalijana. Exp Parasitol. 1969; 26:384–392. 10.1016/0014-4894(69)90132-5 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  97. Rotheram S, Crompton DWT. Opažanja o ranoj vezi između Moniliformis dubius(Acanthocephala) i hemocita srednjeg domaćina, Periplaneta americanaParazitologija. 1972; 64:15–21. 10.1017/S0031182000044607 [CrossRef] [Google Scholar]
  98. Lackie AM, Holt R. Imunosupresija ličinkama Moniliformis moniliformis(Acanthocephala) u njihovom domaćinu žohara (Periplaneta americana). Parazitologija. 1989; 98:307–314. 10.1017/S0031182000062235 [CrossRef] [Google Scholar]
  99. Volkmann A. Lokalizacija fenoloksidaze u sredini Periplaneta americana parazitirana ličinkamaMoniliformis moniliformis (Acanthocephala). Parasitol Res. 1991; 77:616–621. 10.1007/BF00931025 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  100. Eleftherianos I, Revenis C. Uloga i važnost fenoloksidaze u hemostazi insekata. J urođeni Imunitet. 2011; 3:8–33. 10.1159/000321931 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  101. Plaistow SJ, Hlača JP, Cézilly F. Učinak akantocefalijanskog parazita Pomphorhynchus laevisna sadržaj lipida i glikogena u svom srednjem domaćinu Gammarus pulexuInt J Parasitol. 2001; 31:346–351. 10.1016/S0020-7519(01)00115-1 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  102. Bollache L, Rigaud T, Cézilly F. Učinci dvaju acanthocephalan parazita na plodnost i status uparivanja ženskog Gammarus pulexa(Crustacea: Amphipoda). J Invertebr Pathol. 2002; 79:102–110. 10.1016/S0022-2011(02)00027-7 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  103. Smales LR. Acanthocephalans iz nekih žaba i žaba (Anura) i kameleoni (Squamata) iz Tanzanije s opisom nove vrste. J. Parasitol. 2005; 91:1459–1464. 10.1645/GE-550R1.1 [Pubmed] [CrossRef] [Google Scholar]
  104. Galecki R, Sokol R, Dudek A. Jezični crv (Pentastomida) infekcija u kuglastim pitonima (Python regius)-izvješće o slučaju. Ann Parasitol. 2016; 62:363–365. 10.17420/ap6204.76 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  105. Ayinmode AB, Adedokun AO, Aina A, Taiwo V. Zoonotske implikacije pentastomijaze u kraljevskom pitonu (Python regius). Gana Med J. 2010; 44:116–118. [PMC besplatni članak] [PubMed] [Google Scholar]
  106. Vitlo JM, Riley J. Eksperimentalne studije o životnom ciklusu Raillietiella gigliolii(Pentastomida: Cephalobaenida) u južnoameričkom crvotodu Amphisbaena alba: jedinstvena interakcija koja uključuje dva insekta. Parazitologija. 1985; 9:471–481. 10.1017/S0031182000062715 [CrossRef] [Google Scholar]
  107. Esslinger JH. Razvoj Porocephalus crotali(Humboldt, 1808) (Pentastomida) u eksperimentalnim srednjim domaćinima. J. Parasitol. 1962; 48:452–456. 10.2307/3275214 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  108. Bosch H. Eksperimentalne studije životnog ciklusa Raillietiella Sambon, 1910 (Pentastomida: Cephalobaenida): ličinka četvrtog stupnja infektivna je za konačnog domaćina. Z Parazitnkd. 1986; 72:673–680. 10.1007/BF00925489 [CrossRef] [Google Scholar]
  109. Ali JH, Riley J. Eksperimentalne studije životnog ciklusa Raillietiella gehyraeBovien, 1927. i Raillietiella frenatus Ali, Riley i Self, 1981: pentastomidni paraziti gekona koji koriste insekte kao srednje domaćine. Parazitologija. 1983; 86:147–160. 10.1017/S0031182000057255 [CrossRef] [Google Scholar]
  110. Thyssen PJ, Moretti TDC, Ueta MT, Ribeiro OB. Uloga insekata (Blattodea, Diptera i Hymenoptera) kao mogućih mehaničkih vektora helminta u domicilnom i peridomicilijarnom okruženju. Cad Saude Publica. 2004; 20:1096-1102. [PubMed] [Google scholar]
  111. Tsai YH, Cahill KM. Paraziti njemačkog žohara (Blattella germanicaL.) u New Yorku. J. Parasitol. 1970; 56:375–377. 10.2307/3277678 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  112. Fotedar R, Shriniwas UB, Verma A. Žohari (Blattella germanica) kao nositelji mikroorganizama od medicinske važnosti u bolnicama. Epidemiol infekcija. 1991; 107:181–187. 10.1017/s09502688000488809 [besplatni članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  113. Gabryelow K, Lonc E. Paraziti Periplaneta americanaiz laboratorijske kulture. Wiad Parazytol. 1986; 32:75–78. [PubMed] [Google scholar]
  114. Tanowitz HB, Weiss LM, Wittner M. Trakavice. Curr Infect Dis Rep. 2001; 3:77–84. 10.1007/s11908-001-0062-z [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  115. Lunden A, Uggla A. Infektivnost toksoplazme gondiiu ovčetini nakon stvrdnjavanja, pušenja, zamrzavanja ili kuhanja u mikrovalnoj pećnici. Int J Food Microbiol. 1992; 15:357–363. 10.1016/0168-1605(92)90069-F [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  116. Rodriguez-Mahillo AI, Gonzalez-Munoz M, de las Heras C, Tejada M, Moneo I. Kvantifikacija anisakis simplex alergenau svježem, dugotrajnom smrznutom i kuhanom ribljem mišiću. Foodborne Pathog Dis. 2010; 7:967–973. 10.1089/fpd.2009.0517 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  117. Klunder HC, Wolkers Rooijackers J, Korpela JM, Nout MJR. Mikrobiološki aspekti obrade i skladištenja jestivih insekata. Kontrola hrane. 2012; 26(2):628–631. 10.1016/j.foodcont.2012.02.013 [CrossRef] [Google Scholar]
  118. Wales AD, Carrique Mas JJ, Rankin M, Bell B, Thind BB, Davies RH. Pregled prijevoza zoonotskih bakterija člankonožaca, s posebnim osvrtom na salmoneluu grinjama, mušicama i kornjašima. Zoonoses javno zdravstvo. 2010; 57:299–314. 10.1111/j.1863-2378.2008.01222.x [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  119. Goodwin MA, Waltman WD. Prijenos Eimerije, virusa i bakterija pilićima: tamni kukci (Alphitobius diaperinus) kao vektori patogena. J Appl Poult Res. 1996; 5:51–55. 10.1093/japr/5.1.51 [CrossRef] [Google Scholar]
  120. Kobayashi M, Sasaki T, Saito N, Tamura K, Suzuki K, Watanabe H, Agui N. Kućne muhe: nisu jednostavni mehanički vektori enterohemoragijske bakterije Escherichia coliO157:H7. Am J Trop Med Hyg. 1999; 61:625–629. 10.4269/ajtmh.1999.61.625 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  121. Zarchi AAK, Vatani H. Istraživanje o vrstama i stopi prevalencije bakterijskih sredstava izoliranih iz žohara u tri bolnice. Vektor Borne Zoonotic Dis. 2009; 9:197–200. 10.1089/vbz.2007.0230 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
  122. Martinez MR, Wiedmann M, Ferguson M, Datta AR. Procjena virulencije Listeria monocytogenesu modelu ličinki kukaca Galleria mellonella. Plos jedan. 2017; 12:e0184557 10.1371/journal.pone.0184557 [besplatni članak PMC-a] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6613697/ 

Povezane objave

Amazona u plamenu

HF

Hrvati koji su mijenjali svijet

HF

Psihološko-psihoterapijski pristup onkološkom bolesniku

HF

Trebamo ekološke namirnice

hrvatski-fokus

Ova web stranica koristi kolačiće za poboljšanje vašeg iskustva. Pretpostavit ćemo da se slažete s tim, ali možete to neprihvatiti i isključiti ukoliko želite. Prihvati Pročitaj više